Giải phẫu bệnh học: Các phát hiện vi thể và đại thể
Về mặt đại thể, ruột thừa bị nhiễm A. costaricensis có hình dạng tương tự như ruột thừa thường thấy trong các trường hợp viêm ruột thừa cấp tính, với các chất lắng đọng mủ fibrin màu đỏ hoặc đen ở lớp thanh mạc và thành dày lên. Để tăng cơ hội tìm thấy các cấu trúc ký sinh trùng trong quá trình phân tích vi thể, khi chuẩn bị FFPE, cần phải gồm toàn bộ ruột thừa và mạc treo ruột thừa.
Hình 3. Các phát hiện mô bệnh học vi thể của AA. a Bệnh do giun A. costaricensis ngoài ruột ở gan với nhiều nốt nhỏ (mũi tên đen) và chất màu vàng. b Ruột non cho thấy tổn thương giống bệnh Crohn từng đoạn với thành dày lên và vùng xuất huyết (mũi tên đen). c Mặt cắt ngang của giun cái trưởng thành A. costaricensis bên trong một nhánh của động mạch mạc treo cho thấy cơ đa cơ (mũi tên đen), tử cung có trứng bên trong (mũi tên đỏ) và ruột (mũi tên xanh). Các tế bào cơ của động mạch được đánh dấu bằng một ngôi sao đen [nhuộm hematoxylin-eosin (HE), ×200]. d Trứng A. costaricensis (mũi tên đen) bên trong một mạch máu nhỏ được bao quanh bởi sự thâm nhiễm BCAT nghiêm trọng (HE, ×400). e Thâm nhiễm BCAT trong gan của bệnh nhân mắc AA (HE, ×400). f U hạt với các tế bào histiocyte (mũi tên màu xanh), tế bào đa nhân khổng lồ (mũi tên màu đen) và BCAT (mũi tên màu đỏ) (HE, ×400)
Nguồn: https://link.springer.com/article/10.1186/s13071-023-05757-6/figures/2
Hai loại tổn thương đại thể được quan sát thấy ở ruột: Nhồi máu ruột và tổn thương phân đoạn và dạng nốt ở ruột già với các vùng dày lên. Có thể có nhiều tổn thương phân đoạn và dạng nốt, có thể giống bệnh Crohn (Hình 2b). Điều quan trọng là phải lấy mẫu đầy đủ các tổn thương nhồi máu bằng cách chọn ngẫu nhiên các vùng thành ruột và tiến hành cắt lát rộng rãi mạc treo. Nếu chẩn đoán không được xác nhận từ lần lấy mẫu đầu tiên, cần phải nhúng toàn bộ mẫu phẫu thuật vào paraffin vì các cấu trúc ký sinh trùng có thể không có trong một số lát cắt. Hơn nữa, cần phải lấy các khối của toàn bộ tổn thương đại thể khi lấy mẫu các tổn thương phân đoạn hoặc dạng nốt. Trong những trường hợp này, chỉ nên lấy mẫu mạc treo từ các vị trí xuất huyết hoặc các mạch máu dày lên. Điều quan trọng là phải phân tích cẩn thận phần đối diện mạc treo của ruột, nơi có thể tìm thấy trứng hoặc ấu trùng trong lòng mao mạch.
Phương pháp nhuộm hematoxylin và eosin thông thường được sử dụng để phân tích vi thể bệnh AA. Chẩn đoán AA được xác nhận khi tìm thấy trứng, ấu trùng hoặc các đoạn giun trưởng thành trong lòng mao mạch, tiểu động mạch và động mạch lớn. Giun trưởng thành chủ yếu được tìm thấy trong các động mạch dưới niêm mạc, cơ, thanh mạc hoặc động mạch mạc treo/mạc treo ruột thừa lớn, nơi chúng có thể liên quan đến huyết khối và nhồi máu. Theo kinh nghiệm, phần lớn giun trưởng thành được tìm thấy trong các động mạch dưới niêm mạc và mạc treo.
Phản ứng viêm loại 2 do A. costaricensis gây ra tạo ra sự thâm nhiễm BCAT mạnh, một quan sát quan trọng trong quá trình kiểm tra vi thể các mẫu sinh thiết (Hình 2 c–f). Sự thâm nhiễm BCAT xung quanh các mao mạch và tiểu động mạch của lớp dưới niêm mạc và lớp cơ liên quan đến bệnh nặng. Sự thâm nhiễm BCAT của thành động mạch, được gọi là viêm động mạch BCAT, là một đặc điểm mô bệnh học của AA (Hình 2 c). Ngoài ra, u hạt được quan sát thấy ở thành của các động mạch lớn hoặc bao trùm các mao mạch và tiểu động mạch, cùng với sự hiện diện của trứng hoặc ấu trùng trong lòng mạch. Phản ứng u hạt nghiêm trọng ở lớp dưới niêm mạc và lớp cơ của ruột già dẫn đến hình thành u giả cùng với tắc nghẽn mạch máu nhỏ do viêm. Hoại tử niêm mạc hoặc thành ruột và loét thứ phát có thể xảy ra trong bệnh nặng.
Bệnh AA có liên quan đến các biểu hiện lâm sàng đặc trưng ở bệnh nhân, quan sát thấy sự thâm nhiễm bạch cầu ái eosin, viêm động mạch bạch cầu ái eosin và u hạt bao quanh mao mạch và tiểu động mạch, cũng như các đặc điểm dịch tễ học quan trọng. Đôi khi cần phải bao gồm toàn bộ mẫu bệnh phẩm phẫu thuật trong khối FFPE và phân tích các lát cắt nối tiếp của các vùng nghi ngờ nhiễm bệnh để xác định cấu trúc ký sinh trùng.
Các phương pháp huyết thanh học (quy trình nội bộ)
Các xét nghiệm huyết thanh như xét nghiệm ngưng kết latex (xét nghiệm Morera) và xét nghiệm miễn dịch liên kết enzym immunoglobulin G (IgG) có sẵn ở Costa Rica, từ Instituto Costarricense de Investigación y Enseñanza en Nutrición y Salud, Cartago) và Brazil, từ Instituto Adolfo Lutz, São Paulo và cả hai đều sử dụng kháng nguyên thân A. costaricensis. Kháng nguyên thô từ trứng đã được đánh giá cho các xét nghiệm huyết thanh nhưng không được sử dụng trong các xét nghiệm chẩn đoán thường quy.
Khó khăn trong việc thu được số lượng lớn mẫu vật trưởng thành của A. costaricensis và duy trì vòng đời của ký sinh trùng đã thúc đẩy việc sử dụng toàn bộ kháng nguyên thô và protein tái tổ hợp (galectin) từ loài cùng gống A. cantonensis để xét nghiệm huyết thanh và đã chứng tỏ thành công. Vì các xét nghiệm này sử dụng protein không đồng loại của A. cantonensis, nên các yếu tố dịch tễ học cũng như tiền sử bệnh và biểu hiện lâm sàng của bệnh nhân cần được xem xét để giải thích chính xác kết quả và loại trừ nhiễm trùng A. cantonensis. Rất có thể các giao thức trong tương lai sẽ bao gồm các xét nghiệm nhanh sử dụng kháng nguyên tái tổ hợp đồng loại. Bên cạnh việc cải thiện khả năng tái tạo của các xét nghiệm, kháng nguyên A. costaricensis được tinh chế cao và đặc trưng tốt có thể ngăn ngừa phản ứng chéo với các loài giun tròn khác và đặc biệt là với giun lươn Strongyloides stercoralis. Độ đặc hiệu tăng lên cũng có thể là kết quả của việc phát hiện kháng thể IgG1, như Abrahams-Sandi và cộng sự đề xuất. Khả năng phản ứng của IgG người giảm dần theo thời gian trong các bệnh nhiễm trùng sau cấp tính, nhưng nó vẫn có thể được phát hiện trong vài tháng.
Phương pháp PCR
Ba phương pháp dựa trên DNA đã được thiết kế để xác nhận chẩn đoán AA. Phương pháp đầu tiên là PCR điểm cuối thông thường, sử dụng đoạn 232 cặp bazơ của protein cơ 66 kDa của A. cantonensis cái (Ac-fmp-1) làm mục tiêu. Phản ứng này đã phát hiện ra đồng đẳng Ac-fmp-1 trong A. costaricensis trong huyết thanh của hai trong số ba bệnh nhân mắc AA. Hơn nữa, PCR không khuếch đại chéo DNA của các loại giun tròn đường tiêu hóa khác như Strongyloides ratti, Ancylostoma caninum, Ascaris suum và Toxocara canis.
Phương pháp PCR điểm cuối thông thường thứ hai sử dụng mẫu FFPE từ bệnh nhân được xác nhận mắc AA để phát hiện cùng một đoạn DNA tương đồng Ac-fmp-1 của A. costaricensis. Phương pháp này phát hiện 55% (11/20) trường hợp được xác nhận bằng mô bệnh học, đặc biệt là trong các phần chứa cấu trúc ký sinh trùng hoặc u hạt. Nhìn chung, PCR này cho thấy độ nhạy trung bình và độ đặc hiệu cao, vì phản ứng âm tính đối với các mẫu FFPE của nhóm đối chứng âm tính và các mẫu FFPE có giun đũa Ascaris lumbricoides, giun kim Enterobius vermicularis, giun lươn Strongyloides stercoralis và sán máng Schistosoma mansoni.
Xét nghiệm phân tử thứ ba là PCR thời gian thực, cũng khuếch đại một đoạn DNA của Ac-fmp-1 của A. costaricensis trong huyết thanh của bệnh nhân nghi ngờ mắc AA. PCR thời gian thực này đã phát hiện DNA của ký sinh trùng trong hai trong số 28 mẫu huyết thanh phù hợp với bệnh nhân mắc AA. Ngoài ra, hai mẫu dương tính trong PCR thời gian thực lại âm tính theo xét nghiệm miễn dịch liên kết enzyme gián tiếp. Do đó, phương pháp này đã xác nhận sự hiện diện của DNA giun tròn trong huyết thanh của bệnh nhân nghi ngờ mắc AA và bổ sung cho kết quả của các kỹ thuật huyết thanh học, cho thấy xét nghiệm này có thể hữu ích trong giai đoạn cấp tính của nhiễm trùng.
Cần có một cách tiếp cận liên ngành để giải quyết những thách thức hiện tại trong chẩn đoán bệnh AA. Cách tiếp cận này bao gồm giáo dục cũng như thường xuyên cập nhật kiến thức cho các chuyên gia chăm sóc sức khỏe và các nhà bệnh lý học về đặc điểm lâm sàng của bệnh ký sinh trùng này, từ đó nâng cao nhận thức về các trường hợp AA tiềm ẩn ở các vùng địa lý chưa từng ghi nhận trường hợp nhiễm bệnh này trước đây. Cuối cùng, các tiêu chí mô bệnh học được tóm tắt ở đây sẽ đủ để chẩn đoán AA và có thể giúp chúng ta hiểu rõ hơn về dịch tễ học và sự phân bố của ký sinh trùng này. Tuy nhiên, cần có thêm các nghiên cứu để phát triển một công cụ chẩn đoán phân tử nhạy và đặc hiệu cho AA nhằm nâng cao chất lượng tiếp cận lâm sàng cho bệnh nhân mắc bệnh này bằng cách giảm thời gian chờ đợi chẩn đoán và tránh những rủi ro liên quan đến sinh thiết.
TÀI LIỆU THAM KHẢO
1. Walker AG, Spielman D, Malik R, Graham K, Ralph E, Linton M, Ward MP. 2015. Canine neural angiostrongylosis: A case-control study in Sydney dogs. Aust Vet J. 93: 195-199.
2. Lunn JA, Lee R, Smaller J, MacKay BM, King T, Hunt GB, Martin P, Krockenberger MB, Spielman D, Malik R. Twenty two cases of canine neural angiostrongylosis in eastern Australia (2002-2005) and a review of the literature. Parasites Vectors. 2012; 5:70.
3. Wang QP, Wu ZD, Wei J, Owen RL, Lun ZR. Human Angiostrongylus cantonensis: An update. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2012; 31:389-395.
4. Walden HDS, Slapcinsky JD, Roff S, Mendieta Calle J, Goodwin ZD, Stern J, Corlett R, Conway J, McIntosh A. Geographic distribution of Angiostrongylus cantonensis in wild rats (Rattus rattus) and terrestrial snails in Florida, USA. PLoS ONE. 2017; 12(5):e0177910.
5. Slom TJ, Cortese MM, Gerber SI, Jones RC, Holtz TH, Lopez AS, Zambrano CH, Sufit RL, Sakolvaree Y, Chaicumpa W, Herwaldt BL, Johnson S. An outbreak of eosinophilic meningitis caused by Angiostrongylus cantonensis in travelers returning from the Caribbean. N Eng J Med. 2002; 346:668-675.
6. Cowie RH. Biology, systematics, life cycle and distribution of Angiostrongylus cantonensis, the cause of rat lungworm disease. Hawaii J Med Pub Health. 2013; 72(S2):6-9.
7. Ansdell V, Kramer KJ, McMillan JK, et al. Guidelines for the diagnosis andtreatment of neuroangiostrongyliasis: updated recommendations. Parasitology. 2021;148(2):227-233.
8. Odani J, Sox E, Coleman W, Malik R. First documented cases of canine neuroangiostrongyliasis due to Angiostrongylus cantonensis in Hawaii. J Am Anim Hosp Assoc. 2021;57(1):42-46.
9. Alicata J.E. Biology and distribution of the rat lungworm, Angiostrongylus cantonensis, and its relationship to eosinophilic meningoencephalitis and other neurological disorders of man and animals. Adv. Parasitol. 1965;3:223-248.
10. Graeff-Teixeira C., Silva A.C.A., Yoshimura K. Update on eosinophilic meningoencephalitis and its clinical relevance. Clin. Microbiol. Rev. 2009;22:322-348.
11. Wang Q.P., Lai D.H., Zhu X.Q., Chen X.G., Lun Z.R. Human angiostrongyliasis. Lancet Infect. Dis. 2008;8:621-630.
12. Howe K., Kaluna L., Lozano A., Torres Fischer B., Tagami Y., McHugh R., Jarvi S. Water transmission potential of Angiostrongylus cantonensis: Larval viability and effectiveness of rainwater catchment sediment filters. PLoS ONE. 2019;14:e0209813.
13. Jarvi S.I., Eamsobhana P., Quarta S., Howe K., Jacquier S., Hanlon A., Snook K., McHugh R., Tman Z., Miyamura J., et al. Estimating Human Exposure to Rat Lungworm (Angiostrongylus cantonensis) on Hawai’i Island: A Pilot Study. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2020;102:69-77.
14. Punyagupta S., Juttijudata P., Bunnag T. Eosinophilic meningitis in Thailand. Clinical studies of 484 typical cases probably caused by Angiostrongylus cantonensis. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1975;24:921-931.
15. Eamsobhana P., Yong H.S. Immunological diagnosis of human angiostrongyliasis due to Angiostrongylus cantonensis. Int. J. Infect. Dis. 2009;13:425–431.
16. Qvarnstrom Y., Xayavong M., Silva A.C.A., Park S.Y., Whelen A.C., Calimlim P.S., Silva A.J. Real-time polymerase chain reaction detection of Angiostrongylus cantonensis DNA in cerebrospinal fluid from patients with eosinophilic meningitis. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2016;94:176.
17. Somboonpatarakun C., Intapan P.M., Sadaow L., Rodpai R., San pool O., Maleewong W. Development of an immunochromato graphic device to detect antibodies for rapid diagnosis of human angiostrongyliasis. Parasitology. 2020;147:194-198.
18. Sears W.J., Qvarnstrom Y., Dahlstrom E., Baláž V., Feckova B., Šlapeta J., Modry D., Jarvi S., et al. AcanR3990 qPCR: A novel, highly sensitive, bioinformatically-informed assay to detect Angiostrongylus cantonensis Infections. Clin. Infect. Dis. 2021;73:e1594–e1600.
19. Kliks M.M., Palumbo N.E. Eosinophilic meningitis beyond the Pacific basin: The global dispersal of a peridomestic zoonosis caused by Angiostrongylus cantonensis, the nematode lungworm of rats. Soc. Sci. Med. 1992;34:199-212.
20. Johnston D.I., Dixon M.C., Elm J.L., Jr., Calimlim P.S., Sciulli R.H., Park S.Y. Review of cases of angiostrongyliasis in Hawaii, 2007-2017. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2019;101:608.
21. Khamsai S., Chotmongkol V., Tiamkao S., Maleewong W., Limpawattana P., Boonsawat W., Sawanyawisuth K. Eosinophilic meningitis epidemiological data from a national database in Thailand’s Department of Disease Control: A pragmatic, retrospective analytical study. Orphanet J. Rare Dis. 2022;17:1-6.
22. Sawanyawisuth K., Sawanyawisuth K. Treatment of angiostrongyliasis. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 2008;102:990-996.
23. Sawanyawisuth K., Kitthaweesin K., Limpawattana P., Intapan P., Jitpimolmard S., Chotmongkol V. Intraocular angiostrongyliasis: Clinical findings, treatments and outcomes. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 2007;101:497-501.
24. Chotmongkol V., Sawanyawisuth K. Clinical manifestations and outcome of patients with severe eosinophilic meningoencephalitis presumably caused by Angiostrongylus cantonensis. Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health. 2002;45:30-61.
25. Lv S., Zhang Y., Chen S.-R., Wang L.-B., Fang W., Chen F., Jiang J.-Y., Li Y.-L., Du Z.-W., Zhou X.-N. Human Angiostrongyliasis Outbreak in Dali, China. PLoS Negl. Trop. Dis. 2009;3:e520.
26. Ansdell V., Kramer K.J., McMillan J.K., Gosnell W.L., Yates J., Leteif L., Smith O.A., et al. Guidelines for the diagnosis and treatment of neuroangiostrongyliasis: Updated recommendations. Parasitology. 2021;148:227-233.
27. Dechet A.M., Parsons M., Rambaran M., Mohamed-Rambaran P., Florendo-Cumbermack A., Persaud S., Baboolal S., Ari M.D., Shadomy S.V., Zaki S.R., et al. Leptospirosis outbreak following severe flooding: A rapid assessment and mass prophylaxis campaign, Guyana, Jan-Feb 2005. PLoS ONE. 2012;7:e39672.
28. OPAS/WHO . Modulo 4: Vigilancia em Salud Publica. Organização Pan-Americana da Saúde; Brasília, Brazil: 2010. Modulos de Principios de Epidemiología para el Control de Enfermedades.52p
29. Colt S., Garcia-Casal M.N., Peña-Rosas J.P., Finkelstein J.L., Rayco-Solon P., Weise Z.C., Mehta S. Transmission of Zika virus through breast milk and other breastfeeding-related bodily-fluids: A systematic review. PLoS Negl. Trop. Dis. 2017;11:e0005528.
30. WHO Yellow fever surveillance and outbreak response: Revision of case definitions, October 2010. Wkly. Epidemiol. Rec. 2010;47:19.
31. WHO Surveillance, Case Investigation and Contact Tracing for Monkeypox: Interim Guidance, 22 December 2022. WHO/MPX/Surveillance/2022.4. Accessed on 26 January 2023.
32. Jarvi S.I., Nakayama K., Eamsobhana P., Tagami Y. Immunodiagnostic detection of Angiostrongylus cantonensis exposure on Hawai’i Island using isogeographical 31 kDa antigen. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2023.
33. Khamsai S., Chindaprasirt J., Chotmongkol V., Tiamkao S., Limpawattana P., Senthong V., Sawanyawisuth K. Clinical features of eosinophilic meningitis caused by Angiostrongylus cantonensis in Thailand: A systematic review. Asia-Pac. J. Sci. Technol. 2020 25:APST-25-02-09.
34. Jacob J., Steel A., Howe K., Jarvi S.I. Management of rat lungworm disease (Neuroangiostrongyliasis) using anthelmintics: Recent updates and recommendations. Pathogens. 2023;12:23.
35. Sonakul D. Pathological findings in four cases of human angiostrongyliasis. Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health. 1978;9:220-227.
36. Cooke-Yarborough C.M., Kornberg A.J., Hogg G.G., Spratt D.M., Forsyth J.R. A fatal case of angiostrongyliasis in an 11-month-old infant. Med. J. Aust. 1999;170:541–543.
37. Prociv P., Carlisle M.S. The spread of Angiostrongylus cantonensis in Australia. Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health. 2001;32:126-128.
38. Sawanyawisuth K., Chindaprasirt J., Senthong V., Limpawattana P., Auvichayapat N., Tassniyom S., Chotmongkol V., Maleewong W., Intapan P.M. Clinical manifestations of Eosinophilic meningitis due to infection with Angiostrongylus cantonensis in children. Korean J. Parasitol. 2013;51:735-738.
39. Sawanyawisuth K., Pugkhem A., Mitchai J., Intapan P.M., Anunnatsiri S., Limpawattana P., Chotmongkol V. Abdominal angiostrongyliasis caused by Angiostrongylus cantonensis: A possible cause of eosinophilic infiltration in human digestive tract. Pathol. Res. Pract. 2010;206:102–104.
40. Yii C.Y. Clinical observations on eosinophilic meningitis and meningoencephalitis caused by Angiostrongylus cantonensis inTaiwan. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1976;25:233-249.
41. Cross J.H. Clinical manifestations and laboratory diagnosis of eosinophilic meningitis syndrome associated with angiostrongyliasis. Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health. 1978;9:161–170.
42. Sawanyawisuth K., Sawanyawisuth K., Senthong V., Limpawattana P., Phichaphop A., Intapan P.M., Maleewong W., Tiamkao S., Jitpimolmard S., Chotmongkol V. How can clinicians ensure the diagnosis of meningitic angiostrongyliasis? Vector-Borne Zoonotic Dis. 2012;12:73–75.
43. Jacob J., Steel A., Kaluna L., Hess S., Leinbach I., Sugihara R., Hamilton L., Follett P., Howe K., et al. In vivo efficacy of pyrantel pamoate as a post-exposure prophylactic for rat lungworm (Angiostrongylus cantonensis) Int. J. Parasitol. Drugs Drug Resist. 2022;19:1–5.
44. Cognato B.B., Handali S., Morassutti A.L., Silva A.J., Graeff-Teixeira C. Heterologous expression of three antigenic proteins from Angiostrongylus cantonensis: ES-7, Lec-5, and 14-3-3 in mammalian cells. Mol. Biochem. Parasitol. 2018;221:32–35.
45. Morassutti A.L., Levert K., Perelygin A., Silva A.J., Wilkins P., Graeff-Teixeira C. The 31-kDa antigen of Angiostrongylus cantonensis comprises distinct antigenic glycoproteins. Vector-Borne Zoonotic Dis. 2012;12:961–968.
46. Murphy G.S., Johnson S. Clinical aspects of eosinophilic meningitis and meningoencephalitis caused by Angiostrongylus cantonensis, the rat lungworm. Hawaii J. Med. Public Health. 2013;72:35.
47. Sawanyawisuth K., Limpawattana P., Busaracome P., Ninpaitoon B., Chotmongkol V., Intapan P.M., Tanawirattananit S. A 1-week course of corticosteroids in the treatment of eosinophilic meningitis. Am. J. Med. 2004;117:802–803.
48. Ansdell V., Wattanagoon Y. Angiostrongylus cantonensis in travelers: Clinical manifestations, diagnosis, and treatment. Curr. Opin. Infect. Dis. 2018;31:399–408.
49. Khamsai S., Sawanyawisuth K., Senthong V., Limpawattana P., Chindaprasirt J., Intapan P.M., Ngamjarus C. Corticosteroid treatment reduces headache in eosinophilic meningitis: A systematic review. Drug Target Insights. 2021;15:1.
50. Jacob J., Steel A., Lin Z., Berger F., Zöeller K., Jarvi S.I. Clinical Efficacy and Safety of Albendazole and Other Benzimidazole Anthelmintics for Rat Lungworm Disease (Neuroangiostrongyliasis): A Systematic Analysis of Clinical Reports and Animal Studies. Clin. Infect. Dis. 2022;74:1293–1302.
51. Rubens Rodriguez, Javier Mora, Alberto Solano‑Barquero, Alicia Rojas (2023). A practical guide for the diagnosis of abdominal angiostrongyliasis caused by the nematode Angiostrongylus costaricensis. Parasites & Vectors (2023) 16:155
52. Bonetti VC, Graeff-Teixeira C. Angiostrongylus costaricensis and the intermediate hosts: observations on elimination of L3 in the mucus and inoculation of L1 through the tegument of mollucs. Rev Soc Bras Med Trop. 1998;31:289-94.
53. Solano-Barquero A, Mora J, Graeff-Teixeira C, Rojas A. Angiostrongylus costaricensis. Trends Parasitol. 2021;37:1111-1112.
54. Wang QP, Lai DH, Zhu XQ, Chen XG, Lun ZR. Human angiostrongyliasis. Lancet Infect Dis. 2008;8:621-30.
55. Morera P, Amador JA. Prevalencia de la angiostrongilosis abdominal y la distribución estacional de la precipitación. Rev Cost Sal Pub. 1998;7:13.
56. Rojas A, Maldonado-Junior A, Mora J, Morassutti A, Rodriguez R, Solano-Barquero A, et al. Abdominal angiostrongyliasis in the Americas: fifty years since the discovery of a new metastrongylid species, Angiostrongylus costaricensis. Parasit Vectors. 2021;14:374.
57. Miller CL, Kinsella JM, Garner MM, Evans S, Gullett PA, Schmidt RE. Endemic infections of Angiostrongylus costaricensis in two species of nonhuman primates, raccoons, and an opossum from Miami. Florida J Parasitol. 2006;92:406–8.
58. Alfaro-Alarcon A, Veneziano V, Galiero G, Cerrone A, Gutierrez N, Chinchilla A, et al. First report of a naturally patent infection of Angiostrongylus costaricensis in a dog. Vet Parasitol. 2015;212:431-4.
59. Rodriguez R, Agostini AA, Porto SM, Olivaes AJ, Branco SL, Genro JP, et al. Dogs may be a reservoir host for Angiostrongylus costaricensis. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 2002;44:55-6.
60. Mota EM, Lenzi HL. Angiostrongylus costaricensis: complete redescription of the migratory pathways based on experimental Sigmodon hispidus infection. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2005;100:407–20.
61. Arroyo R, Morera P. Viability of the first stage larvae of Angiostrongylus costaricensis in rat feces. J Parasitol. 1978;64:146.
62. Montresor LC, Vidigal TH, Mendonca CL, Fernandes AA, de Souza KN, Carvalho OS, et al. Angiostrongylus costaricensis (Nematoda: Protostrongylidae): migration route in experimental infection of Omalonyx sp. (Gastropoda: Succineidae). Parasitol Res. 2008;103:1339–46.
63. Mendonca CL, Carvalho OS, Mota EM, Lenzi HL. Development of Angiostrongylus costaricensis Morera and Cespedes 1971 (Nematoda: Angiostrongylidae) larvae in the intermediate host Sarasinula marginata (Semper 1885) (Mollusca: Soleolifera). Parasitol Res. 2008;102:861–5.
64. Morera P, Cespedes R. Angiostrongylus costaricensis n. sp. (Nematoda: Metastrongyloidea), a new lungworm occurring in man in Costa Rica. Rev Biol Trop. 1970;18:173–85.
65. Vargas M, Campos E, Mata C. Parasitología RNdLd: evaluación de test de Morera según resultados del Centro Nacional de Referencia de Parasitología—Inciensa. Costa Rica enero 2012—abril 2020. Parasitologia CNdRd eds. Instituto Costarricense de Investigación y Enseñanza en Nutrición y Salud 2020.
66. Mesén-Ramírez P, Calvo N. Diagnóstico de la angiostrongilosis abdominal en Costa Rica, CNRP, 2010. Parasitología CNdRe eds. Instituto Costarricense de Investigación y Enseñanza en Nutrición y Salud 2010.
67. Bolaños F, Jurado LF, Luna-Tavera RL, Jiménez JM. Abdominal angiostrongyliasis, report of two cases and analysis of published reports from Colombia. Biomedica. 2020;40:233–42.
68. Morera P, Perez F, Mora F, Castro L. Visceral larva migrans-like syndrome caused by Angiostrongylus costaricensis. Am J Trop Med Hyg. 1982;31:67–70.
69. Sanchez-Sierra LE, Martinez-Quiroz RA, Antunez HS, Cabrera-Interiano H, Barrientos-Melara FJ. Right testicular artery occlusion and acute appendicitis by Angiostrongylus costaricensis. Case Rep Surg. 2019;2019:5670802.
70. Graeff-Teixeira C, Camillo-Coura L, Lenzi H. Clinical and epidemiological aspects of abdominal angiostrongyliasis in southern Brazil. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 1991;33:373–8.
71. Ruiz PJ, Morera P. Spermatic artery obstruction caused by Angiostrongylus costaricensis Morera and Cespedes, 1971. Am J Trop Med Hyg. 1983;32:1458–9.
72. Loria-Cortes R, Lobo-Sanahuja JF. Clinical abdominal angiostrongylosis. A study of 116 children with intestinal eosinophilic granuloma caused by Angiostrongylus costaricensis. Am J Trop Med Hyg. 1980;29:538-44.
73. Rodriguez R, Dequi RM, Peruzzo L, Mesquita PM, Garcia E, Fornari F. Abdominal angiostrongyliasis: report of two cases with different clinical presentations. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 2008;50:339–41.
74. Rodriguez R, da Silva AC, Muller CA, Alves SL, Graeff-Teixeira C, Fornari F. PCR for the diagnosis of abdominal angiostrongyliasis in formalin-fixed paraffin-embedded human tissue. PLoS ONE. 2014;9:e93658.
75. Da Silva AC, Graeff-Teixeira C, Zaha A. Diagnosis of abdominal angiostrongyliasis by PCR from sera of patients. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 2003;45:292-7.
76. Amaral FUI, Zorzi NR, Soveral LF, Frandoloso R, Rodriguez R, Graeff-Teixeira C, et al. Molecular diagnosis of abdominal angiostrongyliasis by PCR using serum samples. Parasitol Res. 2022. https://doi.org/10.1007/s00436-022-07763-6.
77. Agostini AA, Marcolan AM, Lisot JMC, Lisot JUT. Estudo anátomo-patológico de quatro casos observados no Rio Grande do Sul, Brasil. Mem Inst Oswaldo Cruz. 1984;79:443-5.
78. Sierra E, Morera P. Angiostrongilosis abdominal. Primer caso encontrado en Honduras. Acta Med Costarr. 1972;15:95-9.
79. Iabuki K, Montenegro MR. Appendicitis caused by Angiostrongylus costaricensis. Presentation of a case. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 1979;21:33-6.
80. Rodriguez R, Porto SM, Dos Santos FR, Graeff-Teixeira C, et al. Outcomes in mice with abdominal angiostrongyliasis treated with enoxaparin. Parasitol Res. 2011;109:787-92.
81. Geiger SM, Laitano AC, Sievers-Tostes C, Agostini AA, Schulz-Key H, Graeff-Teixeira C. Detection of the acute phase of abdominal angiostrongyliasis with a parasite-specific IgG enzyme linked immunosorbent assay. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2001;96:515–8.
82. Abrahams-Sandi E, Mesén-Ramírez P, Suarez-Chacón D, Fernández-Quesada K. An indirect immunofluorescence antibody test employing whole eggs as the antigen for the diagnosis of abdominal angiostrongyliasis. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2011;106:390-3.
83. Ben R, Rodrigues R, Agostini AA, Graeff-Teixeira C. Use of heterologous antigens for the immunodiagnosis of abdominal angiostrongyliasis by an enzyme-linked immunosorbent assay. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2010;105:914-7.
84. Graeff-Teixeira C, Pascoal VF, Rodriguez R, Morassutti AL, Intapan PM, Maleewong W. Abdominal angiostrongyliasis can be diagnosed with a immunochromatographic rapid test with recombinant galactin from Angiostrongylus cantonensis. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2020;115:e200201.
85. Morassutti AL, Perelygin A, Levert K, Lin SC, Lee YM, da Silva AJ, et al. Expression of recombinant antigenic proteins from Angiostrongylus cantonensis: A brief report. Hawaii J Med Public Health. 2013;72:58-62.
86. Kramer MH, Greer GJ, Quinonez JF, Padilla NR, Hernandez B, Arana BA, et al. First reported outbreak of abdominal angiostrongyliasis. Clin Infect Dis. 1998;26:365-72.
87. Palominos PE, Gasnier R, Rodriguez R, Agostini AA, Graeff-Teixeira C. Individual serological follow-up of patients with suspected or confirmed abdominal angiostrongyliasis. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2008;103:93-7.
(Hết)
TS.BS. Huỳnh Hồng Quang
Viện Sốt rét-KST-CT Quy Nhơn