TRUYỀN HÌNH GIÁO DỤC

Đọc nhiều nhất

Hiệu quả, thách thức và giải pháp thay thế của xét nghiệm chẩn đoán nhanh trong giám sát ký sinh trùng sốt rét Plasmodium malariae (Phần 1)
1
Cập nhật bệnh do sán dây taenia spp: vẫn còn nhiều khoảng trống về chẩn đoán và quản lý bệnh (Tiếp theo và hết)
2
Cập nhật bệnh do sán dây taenia spp: vẫn còn nhiều khoảng trống về chẩn đoán và quản lý bệnh (còn nữa)
3
Nhiễm ký sinh trùng và ung thư: Báo cáo thực trạng và y học chứng cứ (Phần 4)
4
Bộ Y tế tổ chức Lễ công bố Quyết định Bổ nhiệm Viện trưởng Viện Sốt rét - Ký sinh trùng - Côn trùng Quy Nhơn
5
Nhiễm ký sinh trùng và ung thư: Báo cáo thực trạng và y học chứng cứ (Phần 1)
6

0006851097
Đang online:	2930
Hôm nay :	14,328
Hôm qua :	17,494
Tuần này :	31,822
Tuần trước :	122,591
Tháng này :	376,317
Tháng trước:	491,246

Cơ chế phân tử mới nổi trong bệnh sinh sốt rét và phương pháp điều trị mới: tập trung vào bệnh sốt rét do Plasmodium falciparum (Phần 6- Hết)

Thứ sáu, 10/7/2026, 17:21 , Lượt đọc : 17

Bệnh sốt rét vẫn là một gánh nặng lớn đối với sức khỏe toàn cầu, do tính sinh học phức tạp của Plasmodium và trầm trọng hơn bởi sự bất bình đẳng dai dẳng về xã hội và y tế.

4.7. Các vấn đề về sức khỏe toàn cầu và công bằng xã hội

Sốt rét tiếp tục là một căn bệnh gắn liền mật thiết với nghèo đói, ảnh hưởng không cân xứng đến những người nghèo nhất thế giới và làm trầm trọng thêm tình trạng bất bình đẳng về sức khỏe hiện có, với các trường hợp mắc bệnh và tử vong vẫn tập trung chủ yếu ở khu vực Châu Phi, nơi nhiều người có nguy cơ vẫn thiếu tiếp cận với các dịch vụ phòng ngừa, chẩn đoán và điều trị thiết yếu. Tình trạng kinh tế xã hội (SES) định hình sâu sắc nguy cơ và kết quả của bệnh sốt rét: những cá nhân có thu nhập thấp hơn, trình độ học vấn hạn chế và nhà ở không đầy đủ có nhiều khả năng tiếp xúc với các vectơ truyền bệnh sốt rét và ít có khả năng tiếp cận các biện pháp can thiệp hiệu quả. Các nghiên cứu đã liên tục chỉ ra rằng các hộ gia đình giàu có hơn có khả năng nhận được các dịch vụ công cộng quan trọng, bao gồm cả các biện pháp can thiệp PCSR, cao gấp 1,25-2,5 lần so với các hộ gia đình nghèo hơn.

Gánh nặng tài chính thảm khốc là điều phổ biến. Ví dụ, ở Nigeria, chi phí điều trị sốt rét chiếm 7,8% chi tiêu phi thực phẩm hàng tháng của hộ gia đình thuộc nhóm nghèo nhất, so với 3,9% đối với các hộ gia đình giàu hơn. Sự bất bình đẳng giới càng làm trầm trọng thêm vấn đề, với việc phụ nữ mang thai (PNMT) thường thiếu khả năng tiếp cận các liệu pháp an toàn do bị loại trừ khỏi các thử nghiệm lâm sàng và quyền tự chủ chăm sóc sức khỏe hạn chế trong các xã hội gia trưởng. Chỉ có 12% các thử nghiệm chống sốt rét bao gồm PNMT, để lại những khoảng trống nghiêm trọng trong chăm sóc dựa trên bằng chứng. Các cộng đồng nông thôn và bị thiệt thòi, bao gồm trẻ em dưới 5 tuổi, người di cư và người bản địa, đặc biệt dễ bị tổn thương do bị cô lập về địa lý, cơ sở hạ tầng y tế thiếu nguồn lực và phụ thuộc vào các nhà cung cấp không đủ trình độ hoặc thuốc giả.

Biến đổi khí hậu làm trầm trọng thêm những thách thức này bằng cách mở rộng môi trường sống của muỗi Anopheles sang các khu vực mới, ảnh hưởng không cân xứng đến các cộng đồng có khả năng thích ứng hạn chế.

4.7.1. Tiếp cận các liệu pháp mới tại các khu vực thu nhập thấp

Việc tiếp cận các liệu pháp mới ở các khu vực thu nhập thấp vẫn là một nhiệm vụ khó khăn. Các rào cản mang tính hệ thống, chẳng hạn như chi phí cao và cơ sở hạ tầng yếu kém, đã cản trở việc sử dụng rộng rãi liệu pháp kết hợp dựa trên artemisinin (ACT) cùng với vaccine. ACT thường có giá cao gấp ba lần so với các liệu pháp cũ hơn, như chloroquine, khiến chúng không thể tiếp cận được đối với nhiều hộ gia đình ở vùng cận Sahara châu Phi và các khu vực lưu hành sốt rét khác. Ngoài ra, ở các quốc gia có gánh nặng bệnh tật cao, chẳng hạn như Nigeria và Tanzania, 60-80% đơn thuốc chống sốt rét được cấp bởi các nhà cung cấp không đủ trình độ, thường dẫn đến điều trị không đạt tiêu chuẩn hoặc không đầy đủ, do đó làm trầm trọng thêm tình trạng kháng thuốc và kết quả sức khỏe kém.

Việc triển khai vaccine sốt rét cũng gặp phải những trở ngại tương tự: Chỉ khoảng 35% cơ sở y tế ở vùng cận Sahara châu Phi có năng lực chuỗi lạnh đáng tin cậy, một yêu cầu quan trọng để lưu trữ và phân phối cả vaccine RTS,S/AS01 và R21/Matrix-M, vốn rất nhạy cảm với nhiệt độ. Các phác đồ đa liều càng làm phức tạp thêm việc tuân thủ, đặc biệt là ở các vùng nông thôn và vùng sâu vùng xa với khả năng tiếp cận chăm sóc sức khỏe hạn chế. Các chương trình nhân viên y tế cộng đồng (CHW) và các sáng kiến thuốc được trợ cấp đã cải thiện khả năng tiếp cận ở một số địa điểm thí điểm, làm giảm tỷ lệ tử vong do sốt rét và mở rộng khả năng tiếp cận cho các quần thể chưa được phục vụ. Tuy nhiên, việc mở rộng quy mô những nỗ lực này vẫn gặp khó khăn do tình trạng thiếu kinh phí kinh niên. Cần đầu tư hàng năm từ 6,8 đến 7,7 tỷ USD để đạt được các mục tiêu PCSR toàn cầu. Tuy nhiên, nguồn tài trợ thiếu hụt gần 50%, với các quốc gia thu nhập thấp chỉ nhận được một phần nhỏ nguồn lực cần thiết. Những rào cản này nhấn mạnh nhu cầu cấp thiết về tài chính đổi mới, định giá theo bậc thang, quan hệ đối tác sản xuất khu vực và hỗ trợ quốc tế mạnh mẽ để đảm bảo các liệu pháp và vaccine cứu sống đến được với những người cần nhất và thu hẹp khoảng cách bất bình đẳng trong kiểm soát sốt rét.

4.7.2. Chiến lược phân phối công bằng thuốc điều trị sốt rét và vaccine

Tiếp cận công bằng với các biện pháp can thiệp PCSR đòi hỏi các chiến lược đa tầng nhằm giải quyết các rào cản hệ thống trong bối cảnh nguồn lực hạn chế. Khung phân bổ ưu tiên của TCYTTG, hướng các loại vaccine như RTS,S/AS01 và R21/Matrix-M đến các quận có tỷ lệ lây truyền cao, đã giảm bớt sự bất bình đẳng bằng cách đảm bảo rằng 90% trẻ em ở các quốc gia thí điểm được hưởng lợi từ ít nhất một biện pháp can thiệp phòng ngừa, bao gồm màn chống muỗi tẩm hóa chất hoặc vaccin. Tuy nhiên, cơ sở hạ tầng y tế yếu, bao gồm năng lực dây chuyền lạnh không nhất quán và khoảng trống trong đào tạo nhân viên y tế, vẫn là một nút thắt quan trọng, với chỉ 35% cơ sở ở Châu Phi cận Sahara được trang bị để lưu trữ vaccine nhạy cảm với nhiệt độ.

Để giảm thiểu điều này, các sáng kiến, như chương trình AMVIRA, triển khai bảng điều khiển để theo dõi sự sẵn sàng ở cấp quận và tỷ lệ tiêm vaccine trong khi đào tạo nhân viên y tế cộng đồng (CHW) để phân phối liều vaccine ở các khu vực xa xôi. Phân phối công bằng cũng đòi hỏi phải giải quyết các rào cản tài chính. Các mô hình định giá theo bậc thang, được trợ cấp thông qua các mục tiêu tài trợ của GAVI đã giảm chi phí R21 xuống còn 3-4 USD mỗi liều cho các quốc gia có thu nhập thấp, mặc dù thuốc giả vẫn chiếm 20% thị trường ở các khu vực kém phát triển. Việc tích hợp vaccine với các công cụ hiện có, chẳng hạn như kết hợp RTS, S/AS01 với phòng ngừa hóa liệu pháp sốt rét theo mùa (SMC) ở vùng Sahel thuộc châu Phi, đã nâng cao tỷ lệ bảo vệ lên 75% ở trẻ em dưới 5 tuổi.

Giám sát gen theo thời gian thực về các dấu hiệu kháng thuốc (Pfk13, Pfcrt) cho phép phân bổ lại các liệu pháp một cách linh hoạt đến các điểm nóng, trong khi các chiến dịch nhu cầu do cộng đồng dẫn đầu, chẳng hạn như việc triển khai dựa trên kể chuyện của Benin, chống lại thông tin sai lệch và cải thiện tỷ lệ tiếp nhận lên 40%. Tiến bộ bền vững phụ thuộc vào việc phân cấp sản xuất thông qua quan hệ đối tác, chẳng hạn như các trung tâm sản xuất ở châu Phi của Viện Huyết thanh và thực thi các hình phạt nghiêm khắc hơn đối với các mạng lưới thuốc giả.

4.7.3. Vai trò của các sáng kiến hợp tác toàn cầu

Các Sáng kiến toàn cầu hợp tác đã chứng tỏ là công cụ quan trọng trong việc thúc đẩy kiểm soát bệnh sốt rét bằng cách thúc đẩy sự phối hợp xuyên biên giới và tối ưu hóa nguồn lực. Các quan hệ đối tác khu vực, chẳng hạn như sáng kiến MOSASWA (Mozambique, Nam Phi và Eswatini), chứng minh tác động của các biện pháp can thiệp chung, bao gồm phân phối màn tẩm hóa chất diệt côn trùng đồng bộ và hệ thống giám sát, đã làm giảm tỷ lệ mắc bệnh sốt rét 45% ở các khu vực biên giới từ năm 2015 đến năm 2022. Tương tự, Mạng lưới Loại trừ Sốt rét Châu Á Thái Bình Dương (APMEN) sử dụng các nền tảng chia sẻ dữ liệu để theo dõi các chủng kháng thuốc trên 14 quốc gia, tạo điều kiện thuận lợi cho việc điều chỉnh điều trị dự phòng ở các khu vực có nguy cơ cao.

Sáng kiến E8 (Sáng kiến Khu vực Loại bỏ 8), liên kết tám quốc gia Nam Phi, kết hợp việc mua sắm chung các thiết bị chẩn đoán với các đội phản ứng nhanh xuyên biên giới, đạt được mức giảm 60% số ca tử vong liên quan đến sốt rét ở Zambia và Zimbabwe kể từ năm 2020. Những nỗ lực này được củng cố bởi các khuôn khổ, bao gồm Chiến lược Kỹ thuật Toàn cầu 2016-2030 của TCYTTG, trong đó ưu tiên xây dựng năng lực khu vực và các giao thức tiêu chuẩn hóa để kiểm soát vectơ và quản lý ca bệnh như Chiến lược Tìm kiếm và Tiêu diệt để LTSR.

Tuy nhiên, những thách thức vẫn còn tồn tại. Các sáng kiến, bao gồm Sáng kiến phòng chống sốt rét Trans-Kunene (Namibia-Angola), phụ thuộc vào nguồn tài trợ không ổn định của các nhà tài trợ cho 80% ngân sách của họ, gây nguy cơ gián đoạn chương trình trong thời kỳ suy thoái kinh tế. Dù vậy, các mô hình hợp tác vẫn rất quan trọng để giải quyết vấn đề dân số di động và sự đa dạng di truyền của ký sinh trùng, với báo cáo của Đối tác Roll Back Malaria (RBM) cho thấy tỷ lệ tử vong do sốt rét giảm nhanh hơn 33% ở các quốc gia tham gia liên minh đa quốc gia so với những quốc gia hành động đơn phương.

4.7.4. Vai trò các tổ chức WHO, Quỹ Gates và các tổ chức khác trong PCSR

Các tổ chức TCYTTG, Quỹ Gates và Quỹ Toàn cầu, thúc đẩy việc xóa bỏ bệnh sốt rét thông qua tài trợ có mục tiêu, nghiên cứu và lãnh đạo chính sách. Chương trình Sốt rét Toàn cầu của TCYTTG điều phối các mạng lưới giám sát và hướng dẫn điều trị, gần đây đã triển khai các hệ thống giám sát kháng thuốc theo thời gian thực tại 15 quốc gia Châu Phi để theo dõi các đột biến Pfk13 và Pfcrt. Quỹ Gates đã cam kết hơn 4 tỷ USD kể từ năm 2000, xúc tiến các đột phá, như vaccine RTS và S/AS01 và hỗ trợ Sáng kiến thuốc cho bệnh sốt rét (MMV), đã đưa 15 hợp chất mới vào thử nghiệm lâm sàng kể từ năm 2015. Trong khi đó, Sáng kiến Sốt rét của Tổng thống (PMI), một nỗ lực chung giữa US.CDC và Cơ quan Phát triển Quốc tế Hoa Kỳ (USAID), đã phân phối 800 triệu màn tẩm hóa chất diệt côn trùng và đào tạo 250.000 nhân viên y tế trên khắp vùng cận Sahara Châu Phi kể từ năm 2005, góp phần giảm 44% tỷ lệ tử vong ở trẻ em trong khu vực.

Các liên minh khu vực tư nhân, chẳng hạn như Sáng kiến PCSR của ExxonMobil, hợp tác với các quốc gia có dịch bệnh để tăng cường chuỗi cung ứng, cung cấp 15 triệu bộ xét nghiệm chẩn đoán nhanh cho Nigeria và Angola từ năm 2018 đến năm 2023. Các tổ chức này cũng giải quyết sự bất bình đẳng mang tính hệ thống: Quỹ Toàn cầu phân bổ 65% kinh phí PCSR cho các quốc gia có thu nhập thấp, trong khi Đối tác RBM ủng hộ việc định giá theo bậc thang để đảm bảo rằng các liệu pháp, như artemether-lumefantrine vẫn có thể tiếp cận được với giá 0,5 USD mỗi liều ở các khu vực có gánh nặng bệnh tật cao. Cùng nhau, các tổ chức này tạo thành một hệ sinh thái liên kết, đổi mới, công bằng và khả năng mở rộng để chống lại các mối đe dọa đang phát triển.

4.7.5. Tầm quan trọng của nguồn tài trợ và hợp tác quốc tế đối với sự tiến bộ bền vững

Tiến bộ bền vững trong việc kiểm soát và LTSR phụ thuộc vào nguồn tài trợ mạnh và sự hợp tác quốc tế, vốn là nền tảng cho hiệu quả của các sáng kiến toàn cầu và khu vực. Sự suy giảm đáng kể về tỷ lệ mắc và tử vong do sốt rét trong hai thập kỷ qua chủ yếu là do tăng cường tài trợ quốc tế và những nỗ lực phối hợp của các quan hệ đối tác đa phương, chẳng hạn như Quỹ Toàn cầu, hiện đang cung cấp hơn 60% nguồn tài trợ toàn cầu cho bệnh sốt rét và đã đầu tư hơn 19 tỷ USD vào các chương trình kiểm soát. Dòng vốn này đã cho phép mở rộng quy mô các biện pháp can thiệp đã được chứng minh, bao gồm màn tẩm hóa chất diệt côn trùng, chẩn đoán và vaccine mới, trên khắp các quần thể đa dạng và khó tiếp cận.

Tình trạng trì trệ gần đây trong hỗ trợ tài chính, cùng với khoản thiếu hụt hàng năm là 4,3 tỷ USD, hiện đang đe dọa làm suy yếu những tiến bộ đã đạt được trước đây, đặc biệt là khi tình trạng kháng thuốc ngày càng gia tăng và sự lây lan liên tục của bệnh tật qua biên giới đòi hỏi các hoạt động linh hoạt hơn và tăng cường chia sẻ nguồn lực. Để duy trì tính khả thi của các sáng kiến này, việc áp dụng các phương pháp tài chính đổi mới và xây dựng quan hệ đối tác với các tổ chức từ thiện là rất quan trọng đối với các cơ chế viện trợ truyền thống. Hợp tác giữa các quốc gia củng cố các cam kết quốc tế bằng cách trao đổi thông tin dịch tễ học để cải thiện hơn nữa các chiến lược giải quyết các vấn đề, bao gồm bệnh sốt rét nhập khẩu và kiểm soát sự lan rộng của tình trạng kháng thuốc. Một phản ứng được tài trợ đầy đủ và phối hợp toàn cầu là rất quan trọng để duy trì động lực, thu hẹp khoảng cách bất bình đẳng và đạt được các mục tiêu đầy tham vọng về LTSR vào năm 2030.

5. KẾT LUẬN

Bệnh sốt rét vẫn là một gánh nặng lớn đối với sức khỏe toàn cầu, do tính sinh học phức tạp của Plasmodium và trầm trọng hơn bởi sự bất bình đẳng dai dẳng về xã hội và y tế. Bài báo này đã khám phá các cơ chế phân tử làm nền tảng cho bệnh sinh của sốt rét, bao gồm sự xâm nhập của hồng cầu, sự né tránh miễn dịch thông qua biến đổi kháng nguyên và sự xuất hiện của tình trạng kháng thuốc, đồng thời xem xét các tiến bộ điều trị đầy hứa hẹn như các thuốc chống sốt rét mới, kháng thể đơn dòng và các nền tảng vaccine đa giai đoạn.

Mặc dù những đổi mới này đánh dấu bước tiến quan trọng, con đường hướng tới việc xóa sổ bệnh sốt rét đòi hỏi những nỗ lực nghiên cứu bền vững. Các nghiên cứu trong tương lai cần tập trung vào việc xác định các mục tiêu thuốc không thể đột biến, cải thiện độ bền của vaccine và khả năng bảo vệ chéo giữa các chủng, cũng như phát triển các chiến lược để ngăn chặn sự lây truyền ở nhiều giai đoạn trong vòng đời của ký sinh trùng. Mở rộng giám sát hệ gen và tích hợp các phương pháp đa omics sẽ rất cần thiết để theo dõi xu hướng kháng thuốc và hướng dẫn các liệu pháp chính xác. Việc LTSR sẽ đòi hỏi một nỗ lực phối hợp toàn cầu, kết hợp giữa khám phá khoa học và việc thực hiện công bằng. Bằng cách đầu tư vào nghiên cứu thế hệ mới và tăng cường hợp tác quốc tế, có thể đẩy nhanh tiến độ hướng tới một tương lai không còn bệnh sốt rét.

TÀI LIỆU THAM KHẢO

1. WHO Malaria Questions and Answers 4 April 2025. 2025. Available online: https://www.who.int/news-room/questions-and-answers/item/malaria.

2. Poespoprodjo J.R., Douglas N.M., Ansong D., Kho S., Anstey N.M. The Malaria. Lancet. 2023;402:2328–2345. doi: 10.1016/S0140-6736(23)01249-7.

3. Perdomo Ruiz A.P., Jimenez M., Carrasquilla G. Barriers and facilitators for malaria elimination: A narrative literature review. RESPYN J. Public Health Nutr. 2023;22:26–41. doi: 10.29105/respyn22.2-722.

4. Garcia L.S. Malaria. Clin. Lab. Med. 2010;30:93–129. doi: 10.1016/j.cll.2009.10.001.

5. WHO World Malaria Report 2023. Available online: https://iris.who.int/10665/374472.

6. White N.J., Pukrittayakamee S., Hien T.T., Faiz M.A., Mokuolu O.A., Dondorp A.M. Malaria. Lancet. 2014;383:723–735. doi: 10.1016/S0140-6736(13)60024-0.

7. World Health Organization Eliminating Malaria. 2025. [(accessed on 6 May 2025)]. Available online: https://www.who.int/.

8. Thellier M., Gemegah A.A.J., Tantaoui I. Global Fight against Malaria: Goals and Achievements 1900–2022. J. Clin. Med. 2024;13:5680. doi: 10.3390/jcm13195680.

9. Coetzee M., Koekemoer L.L. Molecular systematics and insecticide resistance in the major African malaria vector Anopheles funestus. Annu. Rev. Entomol. 2013;58:393–412. doi: 10.1146/annurev-ento-120811-153628.

10. Wangrawa D.W., Odero J.O., Baldini F., Okumu F., Badolo A. Distribution and insecticide resistance profile of the major malaria vector Anopheles funestus group across the African continent. Med. Vet. Entomol. 2024;38:119-137.

11. Dacey D.P., Chain F.J.J. The Challenges of Microbial Control of Mosquito-Borne Diseases Due to the Gut Microbiome. Front. Genet. 2020;11:504354.

12. Van den Berg H., Yadav R.S., Zaim M. Setting international standards for the management of public health pesticides. PLoS Med. 2015;12:e1001824. doi: 10.1371/journal.pmed.1001824.

13. PAHO/WHO Framework for Malaria Elimination. 2017. [(accessed on 24 June 2025)]. Available online: https://iris.paho.org/handle/10665.2/34172.

14. WHO Global Technical Strategy for Malaria 2016–2030. 2015. Available online: https://iris.who.int/bitstream/10665/186671/9789243564999_

15. Phillips M.A., Burrows J.N., Manyando C., van Huijsduijnen R.H., Van Voorhis W.C., Wells T.N.C. Malaria parasite biology, pathogenesis, and protection: Insights from molecular studies. Nat. Rev. Microbiol. 2020;18:741–755. doi: 10.1038/s41579-020-0373-6.

16. Ashley E.A., Phyo A.P., Woodrow C.J. Malaria. Lancet. 2018;391:1608-1621. doi: 10.1016/S0140-6736(18)30324-6.

17. Gural N., Mancio-Silva L., Miller A.B., Galstian A., Butty V.L., Levine S.S., Patrapuvich R., Desai S.P., Mikolajczak S.A., Kappe S.H.I., et al. In vitro culture, drug sensitivity, and transcriptome of Plasmodium vivax hypnozoites. Cell Host Microbe. 2018;23:395–406. doi: 10.1016/j.chom.2018.01.002.

18. Voorberg-van der Wel A., Roma G., Gupta D.K., Schuierer S., Nigsch F., Carbone W., Zeeman A.-M., Lee B.H., Hofman S.O., Faber B.W., et al. A comparative transcriptomic analysis of replicating and dormant liver stages of the relapsing malaria parasite Plasmodium cynomolgi. Elife. 2017;6:e29605. doi: 10.7554/eLife.29605.

19. Anstey N.M., Russell B., Yeo T.W., Price R.N. The pathophysiology of vivax malaria. Trends Parasitol. 2009;25:220–227. doi: 10.1016/j.pt.2009.02.003.

20. Barber B.E., William T., Grigg M.J., Menon J., Auburn S., Marfurt J., Anstey N.M., Yeo T.W. A prospective comparative study of knowlesi, falciparum, and vivax malaria in Sabah, Malaysia: High proportion with severe disease from Plasmodium knowlesi and Plasmodium vivax but no mortality with early referral and artesunate therapy. Clin. Infect. Dis. 2013;56:383–397. doi: 10.1093/cid/cis902.

21. Cox-Singh J., Davis T.M., Lee K.S., Shamsul S.S.G., Matusop A., Ratnam S., Rahman H.A., Conway D.J., Singh B. Plasmodium knowlesi malaria in humans is widely distributed and potentially life-threatening. Clin. Infect. Dis. 2008;46:165-171. doi: 10.1086/524888.

22. Ahmed M.A., Cox-Singh J. Plasmodium knowlesi: An emerging pathogen. ISBT Sci. Ser. 2015;10(Suppl. 1):134–140. doi: 10.1111/voxs.12115.

23. Cordonnier C., Einarsdottir S., Cesaro S., Di Blasi R., Mikulska M., Rieger C., de Lavallade H., Gallo G., Lehrnbecher T., Engelhard D., et al. Vaccination of haemopoietic stem cell transplant recipients: Guidelines of the 2017 European Conference on Infections in Leukaemia (ECIL 7) Lancet Infect. Dis. 2019;19:e200-e212. doi: 10.1016/S1473-3099(19)30284-1.

24. Singh S., Alam M.M., Pal-Bhowmick I. Plasmodium falciparum rhoptry proteins: Key players in erythrocyte invasion and promising targets for vaccine development. Vaccine. 2020;38:5237–5244. doi: 10.1016/j.vaccine.2020.05.069.

25. Abdi A.I., Hodgson S.H., Muthui M.K., Kivisi C.A., Osier F.H. Plasmodium falciparum virulence and immune evasion: Insights from genomic and transcriptomic analyses. Nat. Rev. Microbiol. 2020;18:100–112. doi: 10.1038/s41579-019-0297-7.

26. Taylor S.M., Cerami C., Fairhurst R.M. Host genetic factors influencing malaria outcomes. Annu. Rev. Med. 2019;70:167–181. doi: 10.1146/annurev-med-041217-010036.

27. Percário S., Moreira D.R., Gomes B.A., Ferreira M.E.S., Gonçalves A.C.M., Laurindo P.S.O.C., Vilhena T.C., Dolabela M.F., Green M.D. Oxidative stress in malaria. Int. J. Mol. Sci. 2012;13:16346–16372. doi: 10.3390/ijms131216346.

28. Sharma L., Kaur J., Shukla G. Role of oxidative stress and apoptosis in the placental pathology of malaria. Parasitology. 2017;144:1078–1087. doi: 10.1371/journal.pone.0032694.

29. Becker K., Tilley L., Vennerstrom J.L., Roberts D., Rogerson S., Ginsburg H. Oxidative stress in malaria parasite-infected erythrocytes: Host-parasite interactions. Int. J. Parasitol. 2004;34:163–189. doi: 10.1016/j.ijpara.2003.09.011.

30. Ayala A., Muñoz M.F., Argüelles S. Lipid peroxidation: Production, metabolism, and signaling mechanisms of malondialdehyde and 4-hydroxy-2-nonenal. Oxid. Med. Cell. Longev. 2014;2014:360438. doi: 10.1155/2014/360438.

31. Olivier M., Van Den Ham K., Shio M.T., Kassa F.A., Fougeray S. Malarial pigment hemozoin and the innate inflammatory response. Front. Immunol. 2014;5:25. doi: 10.3389/fimmu.2014.00025.

32. Schwarzer E., Skorokhod O. Post-Translational Modifications of Proteins of Malaria Parasites during the Life Cycle. Int. J. Mol. Sci. 2024;25:6145. doi: 10.3390/ijms25116145.

33. Siddiqui G., Srivastava A., Russell A.S., Creek D.J. Multi-omics analysis reveals the extent of post-translational modifications and their role in the life cycle of Plasmodium falciparum. Front. Cell Infect. Microbiol. 2020;10:393. doi: 10.1093/infdis/jix156.

34. Menard D., Dondorp A.M. Antimalarial drug resistance: A threat to malaria elimination. Nat. Rev. Microbiol. 2022;20:183–196. doi: 10.1101/cshperspect.a025619.

35. Sutherland C.J., Henrici R.C., Artavanis-Tsakonas K. Multidrug-resistant malaria: Epidemiology and mechanisms of parasite resistance. Trends Parasitol. 2021;37:519–533. doi: 10.1016/j.pt.2021.02.003.

36. Ariey F., Witkowski B., Amaratunga C., Beghain J., Langlois A.-C., Khim N., Kim S., Duru V., Bouchier C., Ma L., et al. A molecular marker of artemisinin-resistant Plasmodium falciparum malaria. Nature. 2014;505:50–55. doi: 10.1038/nature12876.

37. Florens L., Washburn M.P., Raine J.D., Anthony R.M., Grainger M., Haynes J.D., Moch J.K., Muster N., Sacci J.B., Tabb D.L., et al. A proteomic view of the Plasmodium falciparum life cycle. Nature. 2002;419:520–526. doi: 10.1038/nature01107.

38. Allman E.L., Painter H.J., Samra J., Carrasquilla M., Llinás M. Metabolomic Profiling of the Malaria Box Reveals Antimalarial Target Pathways. Antimicrob. Agents Chemother. 2016;60:6635–6649. doi: 10.1128/AAC.01224-16.

39. Mok S., Ashley E.A., Ferreira P.E., Zhu L., Lin Z., Yeo T., Chotivanich K., Imwong M., Pukrittayakamee S., Dhorda M., et al. Population transcriptomics of human malaria parasites reveals the mechanism of artemisinin resistance. Science. 2015;347:431–435. doi: 10.1126/science.1260403.

40. Otto T.D., Gilabert A., Crellen T. Whole-genome sequencing of Plasmodium falciparum. Trends Parasitol. 2018;34:230–243. doi: 10.1016/j.pt.2017.12.004.

41. Cowell A.N., Winzeler E.A. The genomic architecture of antimalarial drug resistance. Brief. Funct. Genom. 2019;18:314–328. doi: 10.1093/bfgp/elz008.

42. Lee H.J., Georgiadou A., Walther M., Nwakanma D. Transcriptomic analysis of malaria parasites. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2018;8:190. doi: 10.3389/fcimb.2018.00190.

43. Toenhake C.G., Bártfai R. What functional genomics has taught us about transcriptional regulation in malaria parasites. Brief. Funct. Genom. 2019;18:290–301. doi: 10.1093/bfgp/elz004.

44. Reid A.J., Talman A.M., Bennett H.M., Gomes A.R., Sanders M.J., Illingworth C.J.R., Billker O., Berriman M., Lawniczak M.K. Single-cell RNA-seq reveals hidden transcriptional variation in malaria parasites. eLife. 2018;7:e33105. doi: 10.7554/eLife.33105.

45. Phillips M.A., Rathod P.K., Prigge S.T. Targeting the malaria parasite’s pyrimidine biosynthesis pathway for antimalarial drug development. Biochim. Et Biophys. Acta. 2015;1854:1467–1475. doi: 10.1016/j.bbapap.2015.05.004.

46. Yeh E., DeRisi J.L. Chemical rescue of malaria parasites lacking an apicoplast defines organelle function in blood-stage Plasmodium falciparum. PLoS Biol. 2011;9:e1001138. doi: 10.1371/journal.pbio.1001138.

47. Spillman N.J., Allen R.J.W., McNamara C.W., Yeung B.K.S., Winzeler E.A., Kirk K. Na+ regulation in the malaria parasite Plasmodium falciparum involves the cation ATPase PfATP4 and is a target of the spiroindolone antimalarials. Cell Host Microbe. 2013;13:227-237. doi: 10.1016/j.chom.2012.12.006.

48. Istvan E.S., Dharia N.V., Bopp S.E., Gluzman I.Y., Winzeler E.A., Goldberg D.E. Validation of isoprenoid biosynthesis as an antimalarial drug target through chemical rescue of apicoplast function. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2019;116:8601-8606. doi: 10.1073/pnas.1901243116.

49. Lindner S.E., Swearingen K.E., Shears M.J., Walker M.P., Vrana E.N. Proteomics and malaria research: Identifying key proteins and pathways for therapeutic intervention. Malar. J. 2019;18:242. doi: 10.1186/s12936-019-2887-x.

50. Florens L., Washburn M.P., Swearingen K.E. Proteomics approaches to understanding Plasmodium biology and identifying novel drug targets. Expert. Rev. Proteom. 2018;15:39-55. doi: 10.1080/14789450.2018.1408929.

51. Paul A.S., Egan E.S., Duraisingh M.T. Host-parasite interactions that guide red blood cell invasion by malaria parasites. Curr. Opin. Hematol. 2020;27:153-161.

52. Doerig C., Rayner J.C., Scherf A., Tobin A.B. Post-translational protein modifications in malaria parasites. Nat. Rev. Microbiol. 2015;13:160-172. doi: 10.1038/nrmicro3402.

53. Yakubu R.R., Weiss L.M., Silmon de Monerri N.C. Post-translational modifications as key regulators of apicomplexan biology. Front. Cell Infect. Microbiol. 2018;8:265. doi: 10.1111/mmi.13867.

54. Alam M.M., Solyakov L., Bottrill A.R., Flueck C., Siddiqui F.A., Singh S., Mistry S., Viskaduraki M., Lee K., Hopp C.S., et al. Phosphoproteomics reveals malaria parasite protein kinase G as a signalling hub regulating egress and invasion. Nat. Commun. 2015;6:7285. doi: 10.1038/ncomms8285.

55. Treeck M., Sanders J.L., Elias J.E., Boothroyd J.C. The phosphoproteomes of Plasmodium falciparum and Toxoplasma gondii reveal unusual adaptations within and beyond the parasites’ boundaries. Cell Host Microbe. 2011;10:410–419. doi: 10.1016/j.chom.2011.09.004.

56. Gupta A.P., Bozdech Z. Epigenetic landscapes underlying malaria parasite life-cycle progression. J. Cell Sci. 2017;130:671–679. doi: 10.1101/2024.12.19.629492.

57. Batugedara G., Lu X.M., Saraf A., Sardiu M.E., Cort A., Abel S., Prudhomme J., Washburn M.P., Florens L., Le Roch K.G. The chromatin landscape of the malaria parasite Plasmodium falciparum throughout its life cycle. PLoS Pathog. 2020;16:e1009105. doi: 10.1099/mgen.0.000327.

58. Reverte M., Snäkä T., Fasel N. The dangerous liaisons in oxidative stress: Protein lipoxidation in infection. Pathogens. 2022;11:409. doi: 10.3390/pathogens11040409.

59. King N.R., Martins Freire C., Touhami J., Sitbon M., Toye A.M., Satchwell T.J. Basigin mediation of Plasmodium falciparum red blood cell invasion does not require its transmembrane domain or interaction with monocarboxylate transporter 1. PLoS Pathog. 2024;20:e1011989. doi: 10.1371/journal.ppat.1011989.

60. Collins C.R., Hackett F., Strath M., Penzo M., Withers-Martinez C., Baker D.A., Blackman M.J. Malaria parasite cGMP-dependent protein kinase regulates host-cell egress. Nat. Commun. 2013;4:2261. doi: 10.1371/journal.ppat.1003344.

61. Glennon E.K.K., Dankwa S., Smith J.D., Kaushansky A. Opportunities for host-targeted therapies for malaria. Trends Parasitol. 2018;34:843–860. doi: 10.1016/j.pt.2018.07.011.

62. Portugal S., Pierce S.K., Crompton P.D. Young lives lost as B cells falter: What we are learning about antibody responses in malaria. J. Immunol. 2013;190:3039-3046. doi: 10.4049/jimmunol.1203067.

64 Wassmer S.C., Grau G.E. Severe malaria: What’s new on the pathogenesis front? Int. J. Parasitol. 2017;47:145–152. doi: 10.1016/j.ijpara.2016.08.002.

65- Moxon C.A., Grau G.E., Craig A.G. Malaria: Modification of the red blood cell and consequences in the human host. Br. J. Haematol. 2011;154:670–679. doi: 10.1111/j.1365-2141.2011.08755.x.

66- Olszewski K.L., Llinás M. Central carbon metabolism of Plasmodium parasites. Mol. Biochem. Parasitol. 2019;233:111221. doi: 10.1016/j.molbiopara.2010.09.001.

67- Srivastava A., Philip N., Hughes K.R., Georgiou K., MacRae J.I., Barrett M.P. Stage-specific changes in Plasmodium falciparum metabolism required for differentiation and adaptation to human host. Nat. Commun. 2016;7:11024. doi: 10.1038/ncomms11024.

68- Guler J.L., Freeman D.L., Ahyong V., Patrapuvich R., White J., Gujjar R., Fidock D.A. A proteomic analysis of the Plasmodium falciparum digestive vacuole. Mol. Biochem. Parasitol. 2013;190:80–90. doi: 10.1016/j.molbiopara.2013.06.

70- Li H., O’Donoghue A.J., van der Linden W.A., Xie S.C., Yoo E., Foe I.T., Bogyo M. Structure- and function-based design of Plasmodium-selective proteasome inhibitors. Nature. 2016;530:233–236. doi: 10.1038/nature16936.

71- Cowell A., Winzeler E. Exploration of the Plasmodium falciparum Resistome and Druggable Genome Reveals New Mechanisms of Drug Resistance and Antimalarial Targets. Microbiol. Insights. 2018;11:1178636118808529. doi: 10.1177/1178636118808529.

72- Lindner S.E., Swearingen K.E., Harupa A., Vaughan A.M., Sinnis P., Moritz R.L., Kappe S.H. Total and putative surface proteomics of malaria parasite salivary gland sporozoites. Mol. Cell Proteom. 2013;12:1127–1143. doi: 10.1074/mcp.M112.024505.

73- Smith J.D., Rowe J.A., Higgins M.K., Lavstsen T. Malaria’s deadly grip: Cytoadhesion of Plasmodium falciparum-infected erythrocytes. Cell. Microbiol. 2019;21:e13070. doi: 10.1111/cmi.13070.

74- Wahlgren M., Goel S., Akhouri R.R. Variant surface antigens of Plasmodium falciparum and their roles in severe malaria. Nat. Rev. Microbiol. 2020;18:479–491. doi: 10.1038/nrmicro.2017.47.]

75- Wright G.J., Rayner J.C., Jore M.M. Structural insights into malaria vaccine targets and mechanisms of immune evasion. PLoS Pathog. 2016;12:e1005456. doi: 10.1371/journal.ppat.1005456

76- Coban C., Lee M.S.J., Ishii K.J. Tissue-specific immunopathology during malaria infection. Nat. Rev. Immunol. 2018;18:266–278. doi: 10.1038/nri.2017.138.

77- Gazzinelli R.T., Kalantari P., Fitzgerald K.A., Golenbock D.T. Innate sensing of malaria parasites. Nat. Rev. Immunol. 2014;14:744–757. doi: 10.1038/nri3742.

78- Pryce J., Medley N., Choi L. Indoor residual spraying for preventing malaria in communities using insecticide-treated nets. Cochrane Database Syst. Rev. 2022;1:CD012688. doi: 10.1002/14651858.CD012688.pub3.

79- Coulibaly D., Kone A.K., Traore K., Niangaly A., Kouriba B., Arama C., Zeguime A., Dolo A., Lyke K.E., Plowe C.V., et al. PfSPZ-CVac malaria vaccine demonstrates safety among malaria-experienced adults: A randomized, controlled phase 1 trial. EClinicalMedicine. 2022;52:101579. doi: 10.1016/j.eclinm.2022.101579.

80- Lamers O.A.C., Franke-Fayard B.M.D., Koopman J.P.R., Roozen G.V.T., Janse J.J., Chevalley-Maurel S.C., Geurten F.J.A., de Bes-Roeleveld H.M., Iliopoulou E., Colstrup E., et al. Safety and Efficacy of Immunization with a Late-Liver-Stage Attenuated Malaria Parasite. N. Engl. J. Med. 2024;391:1913–1923. doi: 10.1056/NEJMoa2313892.

81- Silk S.E., Kalinga W.F., Salkeld J., Mtaka I.M., Ahmed S., Milando F., Diouf A., Bundi C.K., Balige N., Hassan O., et al. Blood-stage malaria vaccine candidate RH5.1/Matrix-M in healthy Tanzanian adults and children; an open-label, non-randomised, first-in-human, single-centre, phase 1b trial. Lancet. 2024;24:1105–1117. doi: 10.1016/S1473-3099(24)00312-8.

82- Stewart A.G.A., Zimmerman P.A., McCarthy J.S. Genetic Variation of G6PD and CYP2D6: Clinical Implications on the Use of Primaquine for Elimination of Plasmodium vivax. Front. Pharmacol. 2021;12:784909. doi: 10.3389/fphar.2021.784909.

83- Pernaute-Lau L., Morris U., Msellem M., Mårtensson A., Björkman A., Gil J.P. Influence of cytochrome P450 (CYP) 2C8 polymorphisms on the efficacy and tolerability of artesunate-amodiaquine treatment of uncomplicated Plasmodium falciparum malaria in Zanzibar. Malar. J. 2021;20:90. doi: 10.1186/s12936-021-03620-6.

84- Vanheer L.N., Zhang H., Lin G., Kafsack B.F.C. Activity of Epigenetic Inhibitors against Plasmodium falciparum Asexual and Sexual Blood Stages. Antimicrob. Agents Chemother. 2020;64:e02523-19. doi: 10.1128/AAC.02523-19.

85- Coetzee N., von Grüning H., Opperman D., van der Watt M., Reader J., Birkholtz L.M. Epigenetic inhibitors target multiple stages of Plasmodium falciparum parasites. Sci. Rep. 2020;10:2355. doi: 10.1038/s41598-020-59298-4.

86- Siqueira-Neto J.L., Wicht K.J., Chibale K., Burrows J.N., Fidock D.A., Winzeler E.A. Antimalarial drug discovery: Progress and approaches. Nat. Rev. Drug Discov. 2023;22:807–826. doi: 10.1038/s41573-023-00772-9.

87- Yipsirimetee A., Chiewpoo P., Tripura R., Lek D., Day N.P.J., Dondorp A.M., Pukrittayakamee S., White N.J., Chotivanich K. Assessment In Vitro of the Antimalarial and Transmission-Blocking Activities of Cipargamin and Ganaplacide in Artemisinin-Resistant Plasmodium falciparum. Antimicrob. Agents Chemother. 2022;66:e0148121. doi: 10.1128/aac.01481-21.

88- Huskey S.E., Zhu C.Q., Fredenhagen A., Kühnöl J., Luneau A., Jian Z., Yang Z., Miao Z., Yang F., Jain J.P., et al. KAE609 (Cipargamin), a New Spiroindolone Agent for the Treatment of Malaria: Evaluation of the Absorption, Distribution, Metabolism, and Excretion of a Single Oral 300-mg Dose of [14C]KAE609 in Healthy Male Subjects. Drug Metab. Dispos. Biol. Fate Chem. 2016;44:672–682. doi: 10.1124/dmd.115.069187.

89- Gal I.R., Demarta-Gatsi C., Fontinha D., Arez F., Wicha S.G., Rottmann M., Nunes-Cabaço H., Lakshminarayana S.B., et al. Drug Interaction Studies of Cabamiquine:Ganaplacide Combination against Hepatic Plasmodium berghei. ACS Infect. Dis. 2025;11:69–79. doi: 10.1021/acsinfecdis.4c00563.

90- Kumar V., Mahajan A., Chibale K. Synthetic medicinal chemistry of selected antimalarial natural products. Bioorganic Med. Chem. 2009;17:2236–2275. doi: 10.1016/j.bmc.2008.10.072.

91- Kingston D.G.I., Cassera M.B. Antimalarial Natural Products. Volume 117. Springer; Berlin/Heidelberg, Germany: 2022. pp. 1–106. Progress in the Chemistry of Organic Natural Products.

92- Persico M., Fattorusso R., Taglialatela-Scafati O., Chianese G., de Paola I., Zaccaro L., Rondinelli F., Lombardo M., Quintavalla A., Trombini C., et al. The interaction of heme with plakortin and a synthetic endoperoxide analogue: New insights into the heme-activated antimalarial mechanism. Sci. Rep. 2017;7:45485. doi: 10.1038/srep45485.

93- Aguiar A.C.C., Parisi J.R., Granito R.N., de Sousa L.R.F., Renno A.C.M., Gazarini M.L. Metabolites from Marine Sponges and Their Potential to Treat Malarial Protozoan Parasites Infection: A Systematic Review. Mar. Drugs. 2021;19:134. doi: 10.3390/md19030134.

94.Belete T.M. Recent Progress in the Development of New Antimalarial Drugs with Novel Targets. Drug Des. Dev. Ther. 2020;14:3875–3889. doi: 10.2147/DDDT.S265602.

95.Rodrigo C., Rajapakse S., Fernando D. Tafenoquine for preventing relapse in people with Plasmodium vivax malaria. Cochrane Database Syst. Rev. 2020;9:CD010458. doi: 10.1002/14651858.CD010458.pub3.

96- Wiser M.F. The Digestive Vacuole of the Malaria Parasite: A Specialized Lysosome. Pathogens. 2024;13:182. doi: 10.3390/pathogens13030182.

97- Hirako I.C., Antunes M.M., Rezende R.M., Hojo-Souza N.S., Figueiredo M.M., Dias T., Nakaya H., Menezes G.B., Gazzinelli R.T. Uptake of Plasmodium chabaudi hemozoin drives Kupffer cell death and fuels superinfections. Sci. Rep. 2022;12:19805. doi: 10.1038/s41598-022-23858-7.

98- Dumarchey A., Lavazec C., Verdier F. Erythropoiesis and Malaria, a Multifaceted Interplay. Int. J. Mol. Sci. 2022;23:12762. doi: 10.3390/ijms232112762.

99- Delves M., Plouffe D., Scheurer C., Meister S., Wittlin S., Winzeler E.A., Sinden R.E., Leroy D. The activities of current antimalarial drugs on the life cycle stages of Plasmodium: A comparative study with human and rodent parasites. PLoS Med. 2012;9:e1001169. doi: 10.1371/journal.pmed.1001169.

100- Rishikesh K., Saravu K. Primaquine treatment and relapse in Plasmodium vivax malaria. Pathog. Glob. Health. 2016;110:1-8. doi: 10.1080/20477724.2015.1133033.

101- Li Q., O’Neil M., Xie L., Caridha D., Zeng Q., Zhang J., Pybus B., Hickman M., Melendez V. Assessment of the prophylactic activity and pharmacokinetic profile of oral tafenoquine compared to primaquine for inhibition of liver stage malaria infections. Malar. J. 2014;13:141. doi: 10.1186/1475-2875-13-141.

102- Aleshnick M., Florez-Cuadros M., Martinson T., Wilder B.K. Monoclonal antibodies for malaria prevention. Mol. Ther. J. Am. Soc. Gene Ther. 2022;30:1810-1821. doi: 10.1016/j.ymthe.2022.04.001.

103- Dacon C., Moskovitz R., Swearingen K., Da Silva Pereira L., Flores-Garcia Y., Aleshnick M., Kanatani S., Flynn B., Molina-Cruz A., Wollenberg K., et al. Protective antibodies target cryptic epitope unmasked by cleavage of malaria sporozoite protein. Science. 2025;387:eadr0510. doi: 10.1126/science.adr0510.

104- Marques-da-Silva C., Peissig K., Kurup S.P. Pre-Erythrocytic Vaccines against Malaria. Vaccines. 2020;8:400. doi: 10.3390/vaccines8030400.

105- Burns A.L., Dans M.G., Balbin J.M., de Koning-Ward T.F., Gilson P.R., Beeson J.G., Boyle M.J., Wilson D.W. Targeting malaria parasite invasion of red blood cells as an antimalarial strategy. FEMS Microbiol. Rev. 2019;43:223–238. doi: 10.1093/femsre/fuz005.

- 106. Srinivasan P., Yasgar A., Luci D.K., Beatty W.L., Hu X., Andersen J., Narum D.L., Moch J.K., Sun H., Haynes J.D., et al. Disrupting malaria parasite AMA1-RON2 interaction with a small molecule prevents erythrocyte invasion. Nat. Commun. 2013;4:2261. doi: 10.1038/ncomms3261.

107- Cowman A.F., Crabb B.S. Invasion of red blood cells by malaria parasites. Cell. 2006;124:755–766. doi: 10.1016/j.cell.2006.02.006.

108- Cohen J., Nussenzweig V., Nussenzweig R., Vekemans J., Leach A. From the circumsporozoite protein to the RTS, S/AS candidate vaccine. Human Vaccines. 2010;6:90–96. doi: 10.4161/hv.6.1.9677.

109- Didierlaurent A.M., Laupèze B., Di Pasquale A., Hergli N., Collignon C., Garçon N. Adjuvant system AS01: Helping to overcome the challenges of modern vaccines. Expert. Rev. Vaccines. 2017;16:55–63. doi: 10.1080/14760584.2016.1213632.

110- Ali M.S., Stockdale L., Sagara I., Zongo I., Yerbanga R.S., Mahamar A., Nikièma F., Tapily A., Sompougdou F., Diarra M., et al. The anti-circumsporozoite antibody response to repeated, seasonal booster doses of the malaria vaccine RTS,S/AS01E. NPJ Vaccines. 2025;10:26. doi: 10.1038/s41541-025-01078-0.

111- RTS,S Clinical Trials Partnership Efficacy and safety of RTS,S/AS01 malaria vaccine with or without a booster dose in infants and children in Africa: Final results of a phase 3, individually randomised, controlled trial. Lancet. 2015;386:31–45. doi: 10.1016/S0140-6736(15)60721-8.

112- Seidlein L.V. Roll out and prospects of the malaria vaccine R21/Matrix-M. PLoS Med. 2025;22:e1004515. doi: 10.1371/journal.pmed.1004515.

113- Guerra Mendoza Y., Garric E., Leach A., Lievens M., Ofori-Anyinam O., Pirçon J.-Y., Stegmann J.-U., Vandoolaeghe P., Otieno L., Otieno W., et al. Safety profile of the RTS,S/AS01 malaria vaccine in infants and children: Additional data from a phase III randomized controlled trial in sub-Saharan Africa. Hum. Vaccines Immunother. 2019;15:2386–2398. doi: 10.1080/21645515.2019.1586040.

114- Datoo M.S., Natama M.H., Somé A., Traoré O., Rouamba T., Bellamy D., Yameogo P., Valia D., Tegneri M., Ouedraogo F., et al. Efficacy of a low-dose candidate malaria vaccine, R21 in adjuvant Matrix-M, with seasonal administration to children in Burkina Faso: A randomised controlled trial. Lancet. 2021;397:1809–1818. doi: 10.1016/S0140-6736(21)00943-0.

115- Yusuf Y., Yoshii T., Iyori M., Mizukami H., Fukumoto S., Yamamoto D.S., Emran T.B., Amelia F., Islam A., Syafira I., et al. A Viral-Vectored Multi-Stage Malaria Vaccine Regimen With Protective and Transmission-Blocking Efficacies. Front. Immunol. 2019;10:2412. doi: 10.3389/fimmu.2019.02412.

116- Tsoumani M.E., Voyiatzaki C., Efstathiou A. Malaria Vaccines: From the Past towards the mRNA Vaccine Era. Vaccines. 2023;11:1452. doi: 10.3390/vaccines11091452.

117- Alanine D.G.W., Quinkert D., Kumarasingha R., Mehmood S., Donnellan F.R., Minkah N.K., Dadonaite B., Diouf A., Galaway F., Silk S.E., et al. Human Antibodies That Slow Erythrocyte Invasion Potentiate Malaria-Neutralizing Antibodies. Cell. 2019;178:216–228.e21. doi: 10.1016/j.cell.2019.05.025.

118- Frosch A.E., John C.C. Immunomodulation in Plasmodium falciparum malaria: Experiments in nature and their conflicting implications for potential therapeutic agents. Expert. Rev. Anti-Infect. Ther. 2012;10:1343–1356. doi: 10.1586/eri.12.118.

119- Gaudinski M.R., Berkowitz N.M., Idris A.H., Coates E.E., Holman L.A., Mendoza F., Gordon I.J., Plummer S.H., Trofymenko O., Hu Z., et al. A Monoclonal Antibody for Malaria Prevention. N. Engl. J. Med. 2021;385:803–814. doi: 10.1056/NEJMoa2034031.

120- White N.J. Qinghaosu (artemisinin): The price of success. Science. 2008;320:330–334. doi: 10.1126/science.1155165.

121- Nguyen T.D., Gao B., Amaratunga C., Dhorda M., Tran T.N., White N.J., Dondorp A.M., Boni M.F., Aguas R. Preventing antimalarial drug resistance with triple artemisinin-based combination therapies. Nat. Commun. 2023;14:4568. doi: 10.1038/s41467-023-39914-3.

122- Gomes A.R.Q., Cunha N., Varela E.L.P., Brígido H.P.C., Vale V.V., Dolabela M.F., De Carvalho E.P., Percário S. Oxidative Stress in Malaria: Potential Benefits of Antioxidant Therapy. Int. J. Mol. Sci. 2022;23:5949. doi: 10.3390/ijms23115949.

123- Loveridge K.M., Sigala P.A. Identification of a divalent metal transporter required for cellular iron metabolism in malaria parasites. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2024;121:e2411631121. doi: 10.1073/pnas.2411631121.

124- Varo R., Crowley V.M., Mucasse H., Sitoe A., Bramugy J., Serghides L., Weckman A.M., Erice C., Bila R., Vitorino P., et al. Adjunctive rosiglitazone treatment for severe pediatric malaria: A randomized placebo-controlled trial in Mozambican children. Int. J. Infect. Dis. IJID Off. Publ. Int. Soc. Infect. Diseases. 2024;139:34–40. doi: 10.1016/j.ijid.2023.11.031.

125- Rasmussen C., Alonso P., Ringwald P. Current and emerging strategies to combat antimalarial resistance. Expert. Rev. Anti-Infect. Ther. 2022;20:353-372. doi: 10.1080/14787210.2021.

126- Wellems T.E., Plowe C.V. Chloroquine-resistant malaria. J. Infect. Dis. 2001;184:770-776. doi: 10.1086/322858.

127- Hastings I.M., Watkins W.M. Intensity of malaria transmission and the evolution of drug resistance. Acta Trop. 2005;94:218–229. doi: 10.1016/j.actatropica.2005.04.003.

128- Ogutu B., Yeka A., Kusemererwa S., Thompson R., Tinto H., Toure A.O., Uthaisin C., Verma A., Kibuuka A., Lingani M., et al. Ganaplacide (KAF156) plus lumefantrine solid dispersion formulation combination for uncomplicated Plasmodium falciparum malaria: An open-label, multicentre, parallel-group, randomised, controlled, phase 2 trial. Lancet. Infect. Dis. 2023;23:1051–1061. doi: 10.1016/S1473-3099(23)00209-8.

129- Bell A. Antimalarial drug synergism and antagonism: Mechanistic and clinical significance. FEMS Microbiol. Lett. 2005;253:171–184. doi: 10.1016/j.femsle.2005.09.035.

130- Gupta S., Thapar M.M., Wernsdorfer W.H., Björkman A. In vitro interactions of artemisinin with atovaquone, quinine, and mefloquine against Plasmodium falciparum. Antimicrob. Agents Chemother. 2002;46:1510–1515. doi: 10.1128/AAC.46.5.1510-1515.2002.

131- Sutanto I., Soebandrio A., Ekawati L.L., Chand K., Noviyanti R., Satyagraha A.W., Subekti D., Santy Y.W., Crenna-Darusallam C., Instiaty I., et al. Tafenoquine co-administered with dihydroartemisinin-piperaquine for the radical cure of Plasmodium vivax malaria (INSPECTOR): A randomised, placebo-controlled, efficacy and safety study. Lancet Infect. Dis. 2023;23:1153–1163. doi: 10.1016/S1473-3099(23)00213-X.

132- Harmonis J.A., Kusuma S.A.F., Rukayadi Y., Hasanah A.N. Exploring Biomarkers for Malaria: Advances in Early Detection and Asymptomatic Diagnosis. Biosensors. 2025;15:106. doi: 10.3390/bios15020106.

133- Pickard A.L., Wongsrichanalai C., Purfield A., Kamwendo D., Emery K., Zalewski C., Kawamoto F., Miller R.S., Meshnick S.R. Resistance to antimalarials in Southeast Asia and genetic polymorphisms in pfmdr1. Antimicrob. Agents Chemother. 2003;47:2418-2423. doi: 10.1128/AAC.47.8.2418-2423.2003.

134- Ndiaye D., Dieye B., Ndiaye Y.D., Van Tyne D., Daniels R., Bei A.K., Mbaye A., Valim C., Lukens A., Mboup S., et al. Polymorphism in dhfr/dhps genes, parasite density and ex vivo response to pyrimethamine in Plasmodium falciparum malaria parasites in Thies, Senegal. Int. J. Parasitol. Drugs Drug Resist. 2013;3:135–142. doi: 10.1016/j.ijpddr.2013.07.001.

135- Nain M., Dhorda M., Flegg J.A., Gupta A., Harrison L.E., Singh-Phulgenda S., Otienoburu S.D., Harriss E., Bharti P.K., Behera B., et al. Systematic Review and Geospatial Modeling of Molecular Markers of Resistance to Artemisinins and Sulfadoxine-Pyrimethamine in Plasmodium falciparum in India. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2024;110:910-920. doi: 10.4269/ajtmh.23-0631.

136- Lenharo M. Resistance to crucial malaria drug detected in severely ill kids in Africa. Nature. 2024 doi: 10.1038/d41586-024-03672-z. Online ahead of print.

137- Small-Saunders J.L., Sinha A., Bloxham T.S., Hagenah L.M., Sun G., Preiser P.R., Dedon P.C., Fidock D.A. tRNA modification reprogramming contributes to artemisinin resistance in Plasmodium falciparum. Nat. Microbiol. 2024;9:1483–1498. doi: 10.1038/s41564-024-01664-3.

138- Okwu D.G., Manego R.Z., Duparc S., Kremsner P.G., Ramharter M., Mombo-Ngoma G. The non-artemisinin antimalarial drugs under development: A review. Clin. Microbiol. Infect. 2025;31:941–947. doi: 10.1016/j.cmi.2025.03.009.

139- Sinha S., Medhi B., Sehgal R. Challenges of drug-resistant malaria. Parasite. 2014;21:61. doi: 10.1051/parasite/2014059.

140- Luth M.R., Godinez-Macias K.P., Chen D., Okombo J., Thathy V., Cheng X., Daggupati S., Davies H., Dhingra S.K., Economy J.M., et al. Systematic in vitro evolution in Plasmodium falciparum reveals key determinants of drug resistance. Science. 2024;386:eadk9893. doi: 10.1126/science.adk9893.

141- Ndwiga L., Kimenyi K.M., Wamae K., Osoti V., Akinyi M., Omedo I., Ishengoma D.S., Duah-Quashie N., Andagalu B., Ghansah A., et al. A review of the frequencies of Plasmodium falciparum Kelch 13 artemisinin resistance mutations in Africa. Int. J. Parasitol. Drugs Drug Resist. 2021;16:155-161. doi: 10.1016/j.ijpddr.2021.06.001.

142- Stokes B.H., Dhingra S.K., Rubiano K., Mok S., Straimer J., Gnädig N.F., Deni I., Schindler K.A., Bath J.R., Ward K.E., et al. Plasmodium falciparum K13 mutations in Africa and Asia impact artemisinin resistance and parasite fitness. eLife. 2021;10:e66277. doi: 10.7554/eLife.66277.

143- Uwimana A., Legrand E., Stokes B.H., Ndikumana J.-L.M., Warsame M., Umulisa N., Ngamije D., Munyaneza T., Mazarati J.-B., Munguti K., et al. Emergence and clonal expansion of in vitro artemisinin-resistant Plasmodium falciparum kelch13 R561H mutant parasites in Rwanda. Nat. Med. 2020;26:1602–1608. doi: 10.1038/s41591-020-1005-2.

144- Kümpornsin K., Loesbanluechai D., De Cozar C., Kotanan N., Chotivanich K., White N.J., Wilairat P., Gomez-Lorenzo M.G., Gamo F.J., Sanz L.M., et al. Lumefantrine attenuates Plasmodium falciparum artemisinin resistance during the early ring stage. Int. J. Parasitol. Drugs Drug Resist. 2021;17:186–190. doi: 10.1016/j.ijpddr.2021.09.005.

145- Oleinikov A.V. Malaria Parasite Plasmodium falciparum Proteins on the Surface of Infected Erythrocytes as Targets for Novel Drug Discovery. Biochemistry. 2022;87((Suppl. 1)):S192–S202. doi: 10.1134/S0006297922140152.

146- Jacob C.G., Thuy-Nhien N., Mayxay M., Maude R.J., Quang H.H., Hongvanthong B., Vanisaveth V., Duc T.N., Rekol H., Van Der Pluijm R., et al. Genetic surveillance in the Greater Mekong subregion and South Asia to support malaria control and elimination. eLife. 2021;10:e62997. doi: 10.7554/eLife.62997.

147- Wells T.N.C., Van Huijsduijnen R.H., Van Voorhis W.C. Malaria medicines: A glass half full? Nat. Rev. Drug Discov. 2015;14:424–442. doi: 10.1038/nrd4573.

148- Sidhu A.B.S., Verdier-Pinard D., Fidock D.A. Chloroquine Resistance in Plasmodium falciparum Malaria Parasites Conferred by pfcrt Mutations. Science. 2002;298:210–213. doi: 10.1126/science.1074045.

149- Alker A.P., Kazadi W.M., Kutelemeni A.K., Bloland P.B., Tshefu A.K., Meshnick S.R. dhfr and dhps genotype and sulfadoxine-pyrimethamine treatment failure in children with falciparum malaria in the Democratic Republic of Congo. Trop. Med. Int. Health. 2008;13:1384–1391. doi: 10.1111/j.1365-3156.2008.02150.x]

150- Crompton P.D., Pierce S.K., Miller L.H. Advances and challenges in malaria vaccine development. J. Clin. Investig. 2010;120:4168–4178. doi: 10.1172/JCI44423

151- Nadeem A.Y., Shehzad A., Islam S.U., Al-Suhaimi E.A., Lee Y.S. MosquirixTM RTS, S/AS01 Vaccine Development, immunogenicity, and Efficacy. Vaccines. 2022;10:713. doi: 10.3390/vaccines10050713.

152- Laurens M.B. RTS,S/AS01 vaccine (MosquirixTM): An overview. Hum. Vaccines Immunother. 2019;16:480–489. doi: 10.1080/21645515.2019.1669415.

153- Haine V., Oneko M., Debois M., Ndeketa L., Agyapong P.D., Boahen O., Harrison S.B.E., Adeniji E., Kaali S., Kayan K., et al. Safety of RTS,S/AS01E malaria vaccine up to 1 year after the third dose in Ghana, Kenya, and Malawi (EPI-MAL-003): A phase 4 cohort event monitoring study. Lancet Glob. Health. 2025;13:e995–e1005. doi: 10.1016/S2214-109X(25)00096-8.

154- Schmit N., Topazian H.M., Natama H.M., Bellamy D., Traoré O., Somé M.A., Rouamba T., Tahita M.C., Bonko M.D.A., Sourabié A., et al. The public health impact and cost-effectiveness of the R21/Matrix-M malaria vaccine: A mathematical modelling study. Lancet Infect. Dis. 2024;24:465–475. doi: 10.1016/S1473-3099(23)00816-2.

155- Datoo M.S., Dicko A., Tinto H., Ouédraogo J.-B., Hamaluba M., Olotu A., Beaumont E., Lopez F.R., Natama H.M., Weston S., et al. Safety and efficacy of malaria vaccine candidate R21/Matrix-M in African children: A multicentre, double-blind, randomised, phase 3 trial. Lancet. 2024;403:533–544. doi: 10.1016/S0140-6736(23)02511-4.

156- Osoro C.B., Ochodo E., Kwambai T.K., Otieno J.A., Were L., Sagam C.K., Owino E.J., Kariuki S., Ter Kuile F.O., Hill J. Policy uptake and implementation of the RTS,S/AS01 malaria vaccine in sub-Saharan African countries: Status 2 years following the WHO recommendation. BMJ Glob. Health. 2024;9:e014719. doi: 10.1136/bmjgh-2023-014719.

- Genton B. R21/Matrix-MTM malaria vaccine: A new tool to achieve WHO’s goal to eliminate malaria in 30 countries by 2030? J. Travel Med. 2023;30:taad140. doi: 10.1093/jtm/taad140.

- Richie T.L., Saul A. Progress and challenges for malaria vaccines. Nature. 2002;415:694–701. doi: 10.1038/415694a.

- Dieng C.C., Ford C.T., Lerch A., Doniou D., Vegesna K., Janies D., Cui L., Amoah L., Afrane Y., Lo E. Genetic variations of Plasmodium falciparum circumsporozoite protein and the impact on interactions with human immunoproteins and malaria vaccine efficacy. Infect. Genet. Evol. 2023;110:105418. doi: 10.1016/j.meegid.2023.105418.

- Oyong D.A., Duffy F.J., Neal M.L., Du Y., Carnes J., Schwedhelm K.V., Hertoghs N., Jun S.-H., Miller H., Aitchison J.D., et al. Distinct immune responses associated with vaccination status and protection outcomes after malaria challenge. PLoS Pathog. 2023;19:e1011051. doi: 10.1371/journal.ppat.1011051.

- Jun H., Mazigo E., Lee W.-J., Louis J.M., Syahada J.H., Fitriana F., Heo J., Kim Y., Kwon B., Muh F., et al. Estimation of PfRh5-based vaccine efficacy in asymptomatic Plasmodium falciparum patients from high-endemic areas of Tanzania using genetic and antigenicity variation screening. Front. Immunol. 2024;15:1495513. doi: 10.3389/fimmu.2024.1495513.

- Brod F., Miura K., Taylor I., Li Y., Marini A., Salman A.M., Spencer A.J., Long C.A., Biswas S. Combination of RTS,S and PFS25-IMX313 induces a functional antibody response against malaria infection and transmission in mice. Front. Immunol. 2018;9:2780. doi: 10.3389/fimmu.2018.02780.

- Ilani P., Nyarko P.B., Camara A., Amenga-Etego L.N., Aniweh Y. PfRH5 vaccine; from the bench to the vial. npj Vaccines. 2025;10:82. doi: 10.1038/s41541-025-01137-6.

- Thiam L.G., McHugh K., Ba A., Li R., Guo Y., Pouye M.N., Cisse A., Pipini D., Diallo F., Sene S.D., et al. Vaccine-induced human monoclonal antibodies to PfRH5 show broadly neutralizing activity against P. falciparum clinical isolates. npj Vaccines. 2024;9:198. doi: 10.1038/s41541-024-00986-x.

- Zeeshan M., Alam M.T., Vinayak S., Bora H., Tyagi R.K., Alam M.S., Choudhary V., Mittra P., Lumb V., Bharti P.K., et al. Genetic Variation in the Plasmodium falciparum Circumsporozoite Protein in India and Its Relevance to RTS,S Malaria Vaccine. PLoS ONE. 2012;7:e43430. doi: 10.1371/journal.pone.0043430.

- Feehan J., Plebanski M., Apostolopoulos V. Recent perspectives in clinical development of mala-ria vaccines. Nat. Commun. 2025;16:3565. doi: 10.1038/s41467-025-58963-4.

- Sallam M., Al-Khatib A.O., Al-Mahzoum K.S., Abdelaziz D.H., Sallam M. Current Developments in Malaria Vaccination: A concise review on implementation, challenges, and future directions. Clin. Pharmacol. Adv. Appl. 2025;17:29–47. doi: 10.2147/CPAA.S513282.

- Ross L.S., Fidock D.A. Elucidating mechanisms of drug-resistant Plasmodium falciparum. Cell Host Microbe. 2019;26:35–47. doi: 10.1016/j.chom.2019.06.001.

- Calle C.L., Mordmüller B., Singh A. Immunosuppression in malaria: Do Plasmodium falciparum parasites hijack the host? Pathogens. 2021;10:1277. doi: 10.3390/pathogens10101277.

- Augustijn K.D., Kleemann R., Thompson J., Kooistra T., Crawford C.E., Reece S.E., Pain A., Siebum A.H.G., Janse C.J., Waters A.P. Functional characterization of the Plasmodium falciparum and P. berghei homologues of macrophage migration inhibitory factor. Infect. Immun. 2007;75:1116-1128. doi: 10.1128/IAI.00902-06.

- Walther M., Tongren J.E., Andrews L., Korbel D., King E., Fletcher H., Andersen R.F., Bejon P., Thompson F., Dunachie S.J., et al. Upregulation of TGF-β, FOXP3, and CD4+ CD25+ regulatory T cells correlates with more rapid parasite growth in human malaria infection. Immunity. 2005;23:287-296. doi: 10.1016/j.immuni.2005.08.006.

- Portugal S., Tipton C.M., Sohn H., Kone Y., Wang J., Li S., Skinner J., Virtaneva K., Sturdevant D.E., Porcella S.F., et al. Malar-ia-associated atypical memory B cells exhibit markedly reduced B cell receptor signaling and effector function. eLife. 2015;4:e07218. doi: 10.7554/eLife.07218.

- Che J.N., Nmorsi O.P.G., Nkot B.P., Isaac C., Okonkwo B.C. Chemokines responses to Plasmodium falciparum malaria and co-infections among rural Cameroonians. Parasitol. Int. 2015;64:139–144. doi: 10.1016/j.parint.2014.11.003.

- Urban B.C., Ferguson D.J.P., Pain A., Willcox N., Plebanski M., Austyn J.M., Roberts D.J. Plasmodium falciparum-infected erythrocytes modulate the maturation of dendritic cells. Nature. 1999;400:73–77. doi: 10.1038/21900.

- Hajime H., Yasutomo K., Himeno K. Malaria: Immune evasion by parasites. Int. J. Biochem. Cell Biol. 2005;37:700–706. doi: 10.1016/j.biocel.2004.10.009.

- White M.T., Verity R., Griffin J.T., Greenwood B., Drakeley C., Gesase S., Lusingu J., Ansong D., et al. Immunogenicity of the RTS, S/AS01 malaria vaccine and implications for duration of vaccine efficacy: Secondary analysis of data from a phase 3 randomised controlled trial. Lancet Infect. Dis. 2015;15:1450–1458. doi: 10.1016/S1473-3099(15)00239-X.

- Olotu A., Fegan G., Wambua J., Nyangweso G., Leach A., Lievens M., Kaslow D.C., Njuguna P., Marsh K., Bejon P. Seven-Year Efficacy of RTS,S/AS01 Malaria Vaccine among Young African Children. N. Engl. J. Med. 2016;374:2519–2529. doi: 10.1056/NEJMoa1515257.

- Wang R., Smith J.D., Kappe S.H.I. Advances and challenges in malaria vaccine development. Expert Rev. Mol. Med. 2009;11:e39. doi: 10.1017/S1462399409001318.

- Locke E., Flores-Garcia Y., Mayer B.T., MacGill R.S., Borate B., Salgado-Jimenez B., Gerber M.W., Mathis-Torres S., Shapiro S., King C.R., et al. Establishing RTS,S/AS01 as a benchmark for comparison to next-generation malaria vaccines in a mouse model. npj Vaccines. 2024;9:29. doi: 10.1038/s41541-024-00819-x.

- Miura K., Flores-Garcia Y., Long C.A., Zavala F. Vaccines and monoclonal antibodies: New tools for malaria control. Clin. Microbiol. Rev. 2024;37:e00071-23. doi: 10.1128/cmr.00071-23.

- Kazmin D., Nakaya H.I., Lee E.K., Johnson M.J., Van Der Most R., Van Den Berg R.A., Ballou W.R., Jongert E., Wille-Reece U., Ockenhouse C., et al. Systems analysis of protective immune responses to RTS,S malaria vaccination in humans. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2017;114:2425–2430. doi: 10.1073/pnas.1621489114.

- Neal M.L., Duffy F.J., Du Y., Aitchison J.D., Stuart K.D. Preimmunization correlates of protection shared across malaria vaccine trials in adults. npj Vaccines. 2022;7:5. doi: 10.1038/s41541-021-00425-1.

- Hayashi C.T.H., Cao Y., Clark L.C., Tripathi A.K., Zavala F., Dwivedi G., Knox J., Alameh M.-G., Lin P.J.C., Tam Y.K., et al. mRNA-LNP expressing PfCSP and Pfs25 vaccine candidates targeting infection and transmission of Plasmodium falciparum. npj Vaccines. 2022;7:155. doi: 10.1038/s41541-022-00577-8.

- Kayentao K., Ongoiba A., Preston A.C., Healy S.A., Doumbo S., Doumtabe D., Traore A., Traore H., Djiguiba A., Li S., et al. Safety and Efficacy of a Monoclonal Antibody against Malaria in Mali. N. Engl. J. Med. 2022;387:1833–1842. doi: 10.1056/NEJMoa2206966.

- Suscovich T.J., Fallon J.K., Das J., Demas A.R., Crain J., Linde C.H., Michell A., Natarajan H., Arevalo C., Broge T., et al. Mapping functional humoral correlates of protection against malaria challenge following RTS,S/AS01 vaccination. Sci. Transl. Med. 2020;12:eabb4757. doi: 10.1126/scitranslmed.abb4757.

- World Malaria Report 2024: Addressing Inequity in the Global Response. Available online: https://policycommons.net/artifacts/17877248/world-malaria-report-2024

- Venkatesan P. WHO World Malaria Report 2024. Lancet Microbe. 2025;6:101073. doi: 10.1016/j.lanmic.2025.101073.

- Global Technical Strategy for Malaria 2016–2030. World Health Organization; Geneva, Switzerland: 2015. Available online: https://www.who.int/docs/default-source/documents/global-technical-strategy-for-malaria-2016-2030.pdf.

- Degarege A., Fennie K., Degarege D., Chennupati S., Madhivanan P. Improving socioeconomic status may reduce the burden of malaria in sub-Saharan Africa: A systematic review and meta-analysis. PLoS ONE. 2019;14:e0211205. doi: 10.1371/journal.pone.0211205.

- Tusting L.S., Rek J.C., Arinaitwe E., Staedke S.G., Kamya M.R., Bottomley C., Johnston D., Lines J., Dorsey G., Lindsay S.W. Measuring socioeconomic inequalities in relation to malaria risk: A comparison of metrics in rural Uganda. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2016;94:650–658. doi: 10.4269/ajtmh.15-0554.

- Chiziba C., Mercer L.D., Diallo O., Bertozzi-Villa A., Weiss D.J., Gerardin J., Ozodiegwu I.D. Socioeconomic, demographic, and environmental factors may inform malaria intervention prioritization in urban Nigeria. Int. J. Environ. Res. Public Health. 2024;21:78. doi: 10.3390/ijerph21010078.

- 190.Kooko R., Wafula S.T., Orishaba P. Socioeconomic determinants of malaria prevalence among under five children in Uganda: Evidence from 2018-19 Uganda Malaria Indicator Survey. J. Vector Borne Dis. 2022;60:38. doi: 10.4103/0972-9062.353251.

- 191.Apeagyei A.E., Patel N.K., Cogswell I., O’Rourke K., Tsakalos G., Dieleman J. Examining geographical inequalities for malaria outcomes and spending on malaria in 40 malaria-endemic countries, 2010-2020. Malar. J. 2024;23:206. doi: 10.1186/s12936-024-05028-4.

- Obeagu E.I., Obeagu G.U. Adapting to the shifting landscape: Implications of climate change for malaria control: A review. Medicine. 2024;103:e39010. doi: 10.1097/MD.00000000000

- Patouillard E., Griffin J., Bhatt S., Ghani A., Cibulskis R. Global investment targets for malaria control and elimination between 2016 and 2030. BMJ Glob. Health. 2017;2:e000176. doi: 10.1136/bmjgh-2016-000176.

- Hill J., Bange T., Hoyt J., Kariuki S., Jalloh M.F., Webster J., Okello G. Integration of the RTS,S/AS01 malaria vaccine into the Essential Programme on Immunisation in western Kenya: A qualitative longitudinal study from the health system perspective. Lancet Glob. Health. 2024;12:e672–e684. doi: 10.1016/S2214-109X(24)00013-5.

- De Boeck K., Decouttere C., Jónasson J.O., Vandaele N. Vaccine supply chains in resource-limited settings: Mitigating the impact of rainy season disruptions. Eur. J. Oper. Res. 2021;301:300–317. doi: 10.1016/j.ejor.2021.10.040.

- Okesanya O.J., Atewologun F., Lucero-Prisno D.E., Adigun O.A., Oso T.A., Manirambona E., Olabode N.O., Eshun G., Agboola A.O., Okon I.I. Bridging the gap to malaria vaccination in Africa: Challenges and opportunities. J. Med. Surg. Public Health. 2024;2:100059. doi: 10.1016/j.glmedi.2024.100059. [DOI] [Google Scholar]

- Dimala C.A., Kika B.T., Kadia B.M., Blencowe H. Current challenges and proposed solutions to the effective implementation of the RTS, S/AS01 Malaria Vaccine Program in sub-Saharan Africa: A systematic review. PLoS ONE. 2018;13:e0209744. doi: 10.1371/journal.pone.0209744.

- WHO Recommends Groundbreaking Malaria Vaccine for Children at Risk: Historic RTS,S/AS01 Recommendation Can Reinvigorate the Fight Against Malaria. 2021. [(accessed on 6 May 2025)]. Available online: https://www.who.int/news/item/06-10-2021-who-recommends-groundbreaking-malaria-vaccine-for-children-at-risk.

- Amimo F. Malaria vaccination: Hurdles to reach high-risk children. BMC Med. 2024;22:111. doi: 10.1186/s12916-024-03321-2.

- Mboussou F., Ndoula S.T., Nembot R., Baonga S.F., Njinkeu A., Njoh A.A., Biey J.N.-M., Kaba M., Amani A., Farham B., et al. Setting up a data system for monitoring malaria vaccine introduction readiness and uptake in 42 health districts in Cameroon. BMJ Glob. Health. 2024;9:e015312. doi: 10.1136/bmjgh-2024-015312.

- 201.Kokwaro G. Ongoing challenges in the management of malaria. Malar. J. 2009;8:S2. doi: 10.1186/1475-2875-8-S1-S2.

- Von Seidlein L., Hanboonkunupakarn B., Jittamala P., Pongsuwan P., Chotivanich K., Tarning J., Hoglund R.M., Winterberg M., Mukaka M., Peerawaranun P., et al. Combining antimalarial drugs and vaccine for malaria elimination campaigns: A randomized safety and immunogenicity trial of RTS,S/AS01 administered with dihydroartemisinin, piperaquine, and primaquine in healthy Thai adult volunteers. Hum. Vaccines Immunother. 2019;16:33–41. doi: 10.1080/21645515.2019.1643675.

- Fambirai T., Chimbari M.J., Ndarukwa P. Global Cross-Border Malaria Control Collaborative Initiatives: A Scoping review. Int. J. Environ. Res. Public Health. 2022;19:12216. doi: 10.3390/ijerph191912216.

- Sikaala C.H., Dlamini B., Lungu A., Fakudze P., Chisenga M., Siame C.L., Mwendera N., Shaba D., Chimumbwa J.M., Kleinschmidt I. Malaria elimination and the need for intensive inter-country cooperation: A critical evaluation of regional technical co-operation in Southern Africa. Malar. J. 2024;23:62. doi: 10.1186/s12936-024-04891-5.

- Agaba B.B., Travis J., Smith D., Rugera S.P., Zalwango M.G., Opigo J., Katureebe C., Mpirirwe R., Bakary D., Antonio M., et al. Emerging threat of artemisinin partial resistance markers (pfk13 mutations) in Plasmodium falciparum parasite populations in multiple geographical locations in high transmission regions of Uganda. Malar. J. 2024;23:330. doi: 10.1186/s12936-024-05158-9.

- Gates Foundation Commits $258.3 Million for Malaria Research and Development. Available online: https://www.gatesfoundation.org/ideas/media-center/press-releases/

- Malaria Eradication, Prevention, Through Innovation & Data. Available online: https://www.gatesfoundation.org/our-work/programs/global-health/

- Jakubowski A., Stearns S.C., Kruk M.E., Angeles G., Thirumurthy H. The US President’s Malaria Initiative and under-5 child mortality in sub-Saharan Africa: A difference-in-differences analysis. PLoS Med. 2017;14:e1002319. doi: 10.1371/journal.pmed.1002319.

- Impacts of the ExxonMobil Malaria Initiative. ExxonMobil. [May 2025)]. Available online: https://corporate.exxonmobil.com/community/the-fight-against-malaria/impacts-of-the-exxonmobil-malaria-initiative.

- Moonen B., Cohen J.M., Snow R.W., Slutsker L., Drakeley C., Smith D.L., Abeyasinghe R.R., Rodriguez M.H., Maharaj R., Tanner M., et al. Operational strategies to achieve and maintain malaria elimination. Lancet. 2010;376:1592–1603.

- Tougher S., Ye Y., Amuasi J.H., Kourgueni I.A., Thomson R., Goodman C., Mann A.G., Ren R., Willey B.A., Adegoke C.A., et al. Effect of the Affordable Medicines Facility-Malaria (AMFm) on the availability, price, and market share of quality-assured artemisinin-based combination therapies in seven countries: A before-and-after analysis of outlet survey data. Lancet. 2012;380:1916–1926. doi: 10.1016/S0140-6736(12)61732-2.

- Malaria The Global Fund to Fight AIDS, Tuberculosis and Malaria. [May 2025]. Available online: https://www.theglobalfund.org/en/malaria/

- The Impact of Global Fund Investment in Fighting Malaria. [May 2025)]. Available online: https://dp.malariaconsortium.org/the-impact-of-global-fund-investment-in-fighting-malaria/index.html.

- Rannan-Eliya R.P. Financing malaria. PLOS Glob. Public Health. 2022;2:e0000609. doi: 10.1371/journal.pgph.0000609.

(Hết)

TS.BS. Huỳnh Hồng Quang & Ths.Bs. Châu Văn Khánh

Viện Sốt rét-KST-CT Quy Nhơn

Tác giả: TS.BS Huỳnh Hồng Quang, ThS. BS. Châu Văn Khánh
Người đăng tin: Phạm Thị Minh Hạnh

Tin cùng chuyên mục

Cơ chế phân tử mới nổi trong bệnh sinh sốt rét và phương pháp điều trị mới: tập trung vào bệnh sốt rét do Plasmodium falciparum (Phần 5)

10/7/2026Nghiên cứu lâm sàng & điều trịViệc phát triển một loại vccine sốt rét hiệu quả cao phải đối mặt với những rào cản về sinh học và hậu cần, chủ yếu là do sự biến đổi kháng nguyên, đa dạng di truyền và chu kỳ sinh học và phát triển nhiều giai đoạn của P. falciparum.

Cơ chế phân tử mới nổi trong bệnh sinh sốt rét và phương pháp điều trị mới: tập trung vào bệnh sốt rét do Plasmodium falciparum (Phần 4)
10/7/2026Nghiên cứu lâm sàng & điều trịỨc chế sự xâm nhập và nhân lên của ký sinh trùng trong hồng cầu là một điểm trọng tâm khác của các chiến lược chống sốt rét. Nghiên cứu về cơ chế phân tử của sự xâm nhập của ký sinh trùng đã xác định các mục tiêu tiềm năng để can thiệp, mở ra những hướng đi mới cho sự phát triển liệu pháp.
Cơ chế phân tử mới nổi trong bệnh sinh sốt rét và phương pháp điều trị mới: tập trung vào bệnh sốt rét do Plasmodium falciparum (Phần 3)
10/7/2026Nghiên cứu lâm sàng & điều trịViệc kiểm soát bệnh sốt rét không chỉ dựa vào các biện pháp can thiệp điều trị mà còn phụ thuộc rất nhiều vào các biện pháp phòng ngừa nhằm giảm tỷ lệ lây truyền và nhiễm bệnh. Kiểm soát vật trung gian truyền bệnh vẫn là nền tảng của việc phòng ngừa, đạt được thông qua màn tẩm thuốc diệt côn trùng (ITN), phun thuốc diệt côn trùng trong nhà và ngoài trời và dự phòng sốt rét.
Cơ chế phân tử mới nổi trong bệnh sinh sốt rét và phương pháp điều trị mới: tập trung vào bệnh sốt rét do Plasmodium falciparum (Phần 2)
10/7/2026Nghiên cứu lâm sàng & điều trịBệnh sốt rét vẫn là một thách thức lớn đối với sức khỏe toàn cầu, trong đó Plasmodium falciparum là loại ký sinh trùng nguy hiểm nhất gây ra những trường hợp nặng nhất. Những tiến bộ khoa học gần đây nhờ tận dụng các công nghệ tiên tiến đã cải thiện đáng kể sự hiểu biết về bệnh sốt rét, tạo điều kiện thuận lợi cho các chiến lược điều trị và phòng ngừa mới.
Cơ chế phân tử mới nổi trong bệnh sinh sốt rét và phương pháp điều trị mới: tập trung vào bệnh sốt rét do Plasmodium falciparum (Phần 1)
10/7/2026Nghiên cứu lâm sàng & điều trịSốt rét là bệnh nhiễm trùng cấp tính do KST thuộc giống Plasmodium gây ra, lây truyền sang người qua vết đốt của muỗi cái thuộc giống Anopheles. Ước tính bệnh này gây ra 619.000 ca tử vong mỗi năm. Mặc dù sốt rét là một bệnh có thể phòng ngừa và điều trị được, nhưng nó vẫn là một vấn đề sức khỏe cộng đồng toàn cầu với tỷ lệ tử vong và mắc bệnh cao.

VIỆN SỐT RÉT - KÝ SINH TRÙNG - CÔN TRÙNG QUY NHƠN

Chia sẻ tin bài